The first case of detection of Listeria monocytogenes sequence types ST7, ST20, ST425 in wastewater during an investigation of water bodies in the Vologda region

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

Introduction. Listeria monocytogenes is an important human pathogen causing various forms of listeriosis, including foodborne infections, meningitis, neonatal sepsis, and abortion. Listeria are common all over the world.

The purpose of the study was to conduct microbiological monitoring of L. monocytogenes in water reservoirs near livestock premises in the Vologda district of the Vologda region.

Materials and methods. Bacterial cultures were isolated using two methods, titration and filtration, followed by analysis using methods of conventional bacteriology, serotyping, and species identification by instrumental procedures such as whole genome sequencing, and bioinformatic analysis.

Results. Three isolates of L. monocytogenes and one isolate of Listeria innocua were isolated from 12 analyzed water samples (wastewater — 6, river water — 4, and storm water — 2 samples). whole genome sequencing of three L. monocytogenes strains attributed them to the evolutionary line II, and to three sequence types and two serogroups ST425(1/2a-3a), ST20(1/2a-3a), ST7 (4a-4c). The strains are shown to belong to multiple drug resistant ones conferring resistance to three functional groups of antibacterials such as tetracyclines, macrolides, and sulfonamides. Antibiotic resistance genes (fox, psp-like, lin,norB,sul), virulence Islands LIPI-1 and LIPI-2, and virulence genes inlABCJ, oatA, ami, gtcA, vip, and lisK in genomes of the strain were identified. Stress tolerance Island SSI-1 was identified in one strain.

Conclusions. The data obtained indicate contamination of water sources near the livestock premises with L. monocytogenes strains possessing high pathogenic potentiality for outbreaks of listeriosis in humans. This shows the necessity of careful monitoring of water sources for the presence of the causative agent of listeriosis as well as the implementing of anti-epidemic measures.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Listeria monocytogenes относится к числу проблемных патогенов человека, вызывает различные формы листериоза, в том числе менингиты, неонатальный сепсис, аборты. Заболеваемость листериозом в мире составляет 0,30–0,46 случая на 100 тыс. населения с показателем летальности до 21% [1][2].

Грамположительные бактерии L. monocytogenes относятся к роду Listeria, наряду с другим патогенным видом L. ivanovii, непатогенными видами L. innocua, L. welshimeri, L. seeligeri, L. grayi и др. [3][4]. Листерии широко распространены в разных экологических системах. Они выделяются из почвенных и водных экосистем, от животных, людей, из пищевых продуктов, окружающей среды на животноводческих предприятиях и предприятиях пищевой промышленности. L. monocytogenes патогенна для человека и животных, L. ivanovii — только для животных, но в редких случаях может вызвать заболевание у человека. Описаны случаи выделения L. ivanovii из организма здорового животного или человека-бактерионосителя, из окружающей среды [3][5].

Распространению листерий способствует широкомасштабная хозяйственная деятельность человека: внедрение новых технологий возделывания почвы, строительство животноводческих комплексов, комбикормовых заводов, централизованных предприятий по переработке и реализации сырья животного происхождения, продовольственных складов и хранилищ. В группе риска по возможности заболевания листериозом находятся беременные женщины, новорождённые дети, лица пожилого возраста, иммунокомпрометированные лица. Листериоз часто регистрируется у работников цехов первичной переработки на птицефабриках и мясокомбинатах [3][4][6]. Листерии распространены во всех регионах мира, в том числе в различных климатических поясах и даже за Полярным кругом, заболеваемость листериозом отмечается в 56 странах [7]. Одним из основных факторов передачи листерий человеку и животных является вода [8][9]. Благодаря своим высоким адаптивным свойствам в широком температурном диапазоне, влажности, рН среды, листерии циркулируют в почве, пресной и морской воде [3][10].

Главная задача санитарной охраны водных объектов базируется на предотвращении сброса в них сточных вод, контаминированных бактериями [11]. Отсутствует методологическая база выделения культур L. monocytogenes из сточных вод. Недостаточно освещён вопрос о распространении листерий в пресных водоёмах на территории России. Отсутствуют данные по внутривидовому типированию L. monocytogenes и принадлежности к генетическим линиям (сиквенс-типам).

Цель исследования — индикация L. monocytogenes в водных объектах Вологодской области и изучение их биологических и молекулярно-генетических свойств, в том числе чувствительности к антимикробным препаратам (АМП), наличия генетических детерминант антибиотикорезистентности, патогенности, стрессоустойчивости, внутривидового мультилокусного сиквенс-типирования.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

ОБЪЕКТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Обследованы 12 образцов водных объектов, расположенных вблизи животноводческих предприятий Вологодского района Вологодской области, в том числе образцы сточных вод (n = 6), речной воды (n = 4), ливневых вод (n = 2). Образцы воды отобраны в осенний период 2018 г. в рамках производственного микробиологического контроля поверхностных вод ФБУЗ «Центр гигиены и эпидемиологии в Вологодской области», согласно СанПиН 2.1.5.980-001.

Питательные среды. Для накопления листерий в образцах использован селективный накопительный бульон «UVM» («Merck»), «Бульон Фрейзера, основа» (ГНЦ ПМБ). В качестве дифференциально-диагностических применены среды «Listeria agar (base) acc. OTTAVIANI and AGOSTI» («Merck»), «ПАЛКАМ агар» (ГНЦ ПМБ). Штаммы листерий культивировали на средах: «Мясо-пептонный агар» с 1% глюкозы (ГНЦ ПМБ), «Триптон-соевый агар, ТСА (ГНЦ ПМБ), «Мясо-пептонный бульон, МПБ» с 1% глюкозы (ГНЦ ПМБ), «Tryptone Soya Yeast Extract Broth» («НiMedia»), «L. mono Blood Agar Base» («НiMedia) [12, 13].

ТИТРАЦИОННЫЙ И ФИЛЬТРАЦИОННЫЙ МЕТОДЫ ПОСЕВА ОБРАЗЦОВ ВОДЫ

При выделении и идентификации L. monocytogenes из водных объектов в качестве основы использованы схемы и питательные среды для выделения патогенных листерий из пищевых продуктов, согласно утверждённым в России нормативным документам2 3.

Посевной объём образца составлял 1000 мл, материал сеяли на питательные среды титрационным и фильтрационным способами. Для посева титрационным способом использованы 2 объёма воды по 250 мл, 4 объёма по 100 мл, 10 объёмов по 10 мл, при этом воду сеяли сразу в среды накопления и инкубировали при 30ºС в течение 24–48 ч. Для фильтрационного способа образцы делили на 4 объёма по 250 мл для более лёгкого прохождения воды через фильтры. При видимом загрязнении образец делили на 5 и/или 10 равных частей. Отмеренные объёмы воды фильтровали через мембранные фильтры со средним диаметром пор 0,45 мкм и диаметром фильтрующей поверхности 37 мм с использованием аппарата для фильтрования. После фильтрации мембранные фильтры вносили в 50–100 мл среды накопления и инкубировали в термостате при температуре 30 ± 1ºС в течение 24 ч. Дальнейшие этапы исследования для титрационного и фильтрационного способов одинаковы: после предварительного обогащения пересевали 0,1 мл материала в 9 мл среды для вторичного накопления с последующей инкубацией при 37ºС в течение 24–48 ч.

ИДЕНТИФИКАЦИЯ ЛИСТЕРИЙ

Видовую идентификацию листерий осуществляли согласно инструкциям производителей: с помощью биохимической тест-системы «API Listeria» («bioMérieux»), ПЦР-тест-системы «АмплиСенс Listeria monocytogenes-EPh» (ЦНИИ эпидемиологии), «Латексной тест-системы Listeria monocytogenes» (ГНЦ ПМБ) [14].

МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ИДЕНТИФИКАЦИЯ L. MONOCYTOGENES

Видовую идентификацию листерий подтверждали с помощью экспериментальных ПЦР тест-систем (ГНЦ ПМБ): для определения рода Listeria применяли «ПЦР тест-систему Listeria spp.»; для определения видов листерий — «ПЦР тест-систему Listeria monocytogenes», «ПЦР тестсистему Listeria innocua», «ПЦР тест-систему Listeria ivanovii», «ПЦР тест-систему Listeria welshimeri», «ПЦР тест-систему Listeria siligeri» и «ПЦР тест-систему Listeria greyi». В качестве ДНК-матрицы использованы термолизаты исследуемых культур. Визуализацию продуктов амплификации осуществляли с помощью электрофореза в 1,5% агарозном геле. В качестве референс-штаммов использованы штаммы L. monocytogenes ATCC13932, L. innocua АТСС33090, L. ivanovii ATCC19119, L. welshimeri B7382, L. siligeri ATCC35967, L. greyi ATCC25400, полученные из Государственной коллекции патогенных микроорганизмов «ГКПМОболенск».

ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТЬ К АМП

Минимальные подавляющие концентрации (МПК) ампициллина, амоксициллина, меропенема, тетрациклина, кларитромицина, амикацина, бисептола, ципрофлоксацина («HiМedia») определяли методом микроразведений в бульоне. Интерпретацию результатов осуществляли в соответствии с рекомендациями EUCAST4. Принадлежность к категории множественной лекарственной резистентности (MDR) определяли в соответствии с критериями A.P. Magiorakos и соавт. [15].

ПЦР-СЕРОТИПИРОВАНИЕ

Серотипирование штаммов осуществляли с помощью мультиплексной ПЦР по методу М. Doumith и соавт. [16].

ГЕНОТИПИРОВАНИЕ ШТАММОВ L. MONOCYTOGENES

Мультилокусное сиквенс-типирование осуществляли по схеме Института Пастера, основанной на анализе нуклеотидных последовательностей 7 генов «домашнего хозяйства»: abcZ (ABC-транспортёра), bglA (β-глюкозидазы), cat (каталазы), dapE (сукцинилдиаминопимелат десукцинилазы), dat (аминотрансферазы D-аминокислоты), ldh (L-лактатдегидрогеназы), lhkA (гистидинкиназы) [17].

ПОЛНОГЕНОМНОЕ СЕКВЕНИРОВАНИЕ ШТАММОВ L. MONOCYTOGENES

Секвенирование осуществляли на платформе «Illumina MiSeq» с использованием наборов «Nextera DNA Library Preparation Kit» («Illumina»), «MiSeq Reagent Kit sv3» («Illumina»), согласно инструкциям производителя. Полученные единичные прочтения собирали в контиги с использованием программного обеспечения «SPAdes 3.9.0».

ДЕТЕКЦИЯ ГЕНОВ АНТИБИОТИКОРЕЗИСТЕНТНОСТИ, ПАТОГЕННОСТИ, СТРЕССОУСТОЙЧИВОСТИ В ГЕНОМАХ L. MONOCYTOGENES

В геномах штаммов L. monocytogenes идентифицированы гены антибиотикорезистентности fosX, lmo0441, lmo0919, norB, lmo0224; гены островов патогенности LIPI-1 (prfA, hly, plcA, plcB, mpl, actA), LIPI-2 (inlABCJ), LIPI-3 (llsAXGHBYDP), LIPI-4 (licABC, lm900558-70013, glvA); гены интерналинов (inlEFGHIKP); другие гены патогенности (oatA, ami, gtcA, vip, lisK); гены островов стрессоустойчивости SSI-1 (lmo0444, lmo0445, lmo0446, lmo0447, lmo0448), SSI-2 (lin0464, lin0465) с помощью веб-ресурса базы данных BIGSdb-Lm5.

РЕЗУЛЬТАТЫ

ВЫДЕЛЕНИЕ КУЛЬТУР L. MONOCYTOGENES

Из образцов воды титрационным и фильтрационным способами выделены штаммы Listeria spp.

Наличие листерий выявляли визуально по характеру роста на селективных бульонах и дифференциально-диагностических средах.

При селективном обогащении в среде UVM Listeria spp. и через 24 и 48 ч инкубации при 30 ± 1ºС наблюдалось незначительное диффузное помутнение среды. Наличие листерий на бульоне Фрейзера подтверждалось изменением цвета среды.

Затем из всех исследуемых пробирок проводили высевы материала из верхнего слоя питательной среды петлёй на селективно-диагностические питательные среды. На среде ПАЛКАМ агар через 24 ч инкубации листерии формировали мелкие, серовато-зелёные или оливково-зелёные колонии, диаметром 0,5–1,0 мм, через 48 ч — диаметром 1–2 мм с чёрным ореолом. На среде ALOA — предположительно L. monocytogenes образовывали типичные сине-зелёные колонии, окружённые непрозрачным ореолом, L. innocua — в виде сине-зелёных колоний без зоны помутнения.

На кровяном агаре вокруг колоний, предположительно являющихся L. monocytogenes, отмечено наличие зон β-гемолиза; вокруг колоний L. innocua, зоны β-гемолиза отсутствовали.

При исследовании материала фильтрационным методом рост бактерий рода Listeria наблюдался через 24 ч, при использовании титрационного метода — через 48 ч.

По культуральным свойствам на питательных средах из 12 образцов отобраны культуры с типичным для листерий ростом (табл. 1). Морфология выделенных культур листерий при использовании как зарубежных, так и отечественных сред идентична: короткие палочки с закруглёнными концами, располагающиеся поодиночке или в виде коротких цепочек; грамположительные, спор и капсул не образуют, имеют несколько перитрихиально расположенных жгутиков.

ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ СВОЙСТВА КУЛЬТУР

При изучении биохимических свойств штаммов Listeria spp. с помощью API тест-системы установлено, что культуры, выделенные из сточных вод (образцы № 2934, 2965, 2966), гидролизуют эскулин, ферментируют α-маннозид, D арабит, рамнозу, метил-α-D-глюкопиранозиды, не ферментируют ксилозу, рибозу, глюкозо-1-фосфат, тагалозу. Культуры идентифицированы как L. monocytogenes. При изучении биохимических свойств образца № 2889 выявлен гидролиз эскулина, ферментация α-маннозида, D-арабита, рамнозы, метил-α-D-глюкопиранозидов, отсутствие ферментации ксилозы, рибозы, глюкозо-1-фосфата, тагалозы. Изолят № 2889 идентифицирован как L. innocua.

После постановки дополнительных тестов для всех эскулинположительных культур микроорганизмов, выросших на среде ПАЛКАМ, и лецитинобразующих культур на среде ALOA — пo Оттавиани и Агости, подтверждена принадлежность культур из образцов № 2934, 2965, 2966, выделенных из сточных вод, к L. monocytogenes, а культуры из образца № 2889, выделенного из речной воды, — к L. innocua. В остальных образцах воды из водных объектов Вологодского района Вологодской области бактерии рода Listeria не обнаружены (табл. 1).

 

Таблица 1. Анализ образцов воды бактериологическим и биохимическим методами

Table 1. Analysis of water samples by bacteriological and biochemical methods

Примечание. Здесь и в табл. 2, 3: «+» — наличие признака; «–» — отсутствие признака.

Note. Here and in the Tables 2, 3: “+” — feature is present; “–” — feature is absent.

 

ИДЕНТИФИКАЦИИ L. MONOCYTOGENES И L. INNOCUA С ПОМОЩЬЮ ПЦР И ЛАТЕКСНОЙ ТЕСТ-СИСТЕМ

Принадлежность 4 культур из образцов №2934, 2965, 2966, 2889 к роду Listeria подтверждена с помощью экспериментальной тест-системы «ПЦР тест-система Listeria spp.». У 3 культур из образцов № 2934, 2965, 2966 подтверждена принадлежность к виду L. monocytogenes как «ПЦР тест-системой Listeria monocytogenes», так и в реакции латексагглютинации на стекле с помощью «Латексной тест-системы Listeria monocytogenes». У культуры из образца № 2889 подтверждена принадлежность к виду L. innocua с помощью «ПЦР тест-системы Listeria innocua».

ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТЬ К АМП

На основании определения МПК АМП три штамма L. monocytogenes отнесены к категории MDR, в соответствии с критериями [15], т.е. устойчивы к АМП 3 и более классов. Все штаммы были устойчивы к тетрациклинам (тетрациклину), макролидам (кларитромицину) и сульфаниламидам (бисептолу). Эти штаммы чувствительны к меропенему, амикацину и ципрофлоксацину (табл. 2).

 

Таблица 2. Фенотипы антибиотикорезистентности штаммов L. monocytogenes, выделенных из сточных вод — МПК антибактериальных препаратов, мг/л

Table 2. Phenotypes of antibiotic resistance of L. monocytogenes strains isolated from waste water samples — аntibacterial MICs, mg/l

Примечание. R — резистентность; S — чувствительность.

Note. R — resistance; S — susceptibility

 

В геномах всех штаммов идентифицировали 5 генов антибиотикорезистентности:

  • fosX (lmo1702), кодирующий белок резистентности к фосфомицину;
  • pbp-like (lmo0441), кодирующий пенициллин-связывающий белок, определяющий устойчивость к β-лактамам;
  • lin (lmo0919), определяющий устойчивость к макролидам-линкозамидам-стрептограминам;
  • norB, кодирующий NO-редуктазу, ассоциированную с устойчивостью к фторхинолонам;
  • sul (lmo0224), детерминирующий устойчивость к сульфаниламидам.

Идентифицированные гены антибиотикорезистентности вносят вклад в формирование MDR-фенотипа изученных штаммов.

ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ЛИНИИ ШТАММОВ L. MONOCYTOGENES

Штаммы L. monocytogenes 2934, 2965, 2966 принадлежат к одной эволюционной линии II, но к разным сиквенс-типам: ST425, ST20, ST7 соответственно (табл. 3). Это первый случай выявления данных сиквенс-типов L. monocytogenes у штаммов, выделенных из сточных вод.

 

Таблица 3. Характеристика геномов 3 штаммов L. monocytogenes, выделенных из сточных вод

Table 3. Characteristics of genomes of 3 L. monocytogenes strains isolated from waste water samples

 

ОСТРОВА ПАТОГЕННОСТИ И СТРЕССОУСТОЙЧИВОСТИ В ГЕНОМАХ L. MONOCYTOGENES

При анализе полногеномных последовательностей штаммов L. monocytogenes 2934, 2965, 2966 показано, что гены островов патогенности LIPI-1 и LIPI-2 присутствуют у всех 3 штаммов, гены LIPI-3 и LIPI-4 отсутствуют. На этом основании можно предположить, что штаммы не являются гипервирулентными, т.к. ранее отмечено, что наличие островов патогенности LIPI-3 и LIPI-4 характерно для гипервирулентных штаммов L. monocytogenes [18]. Гены кластера интерналинов inlE, inlI, inlK, inlP детектированы у всех штаммов, гены inlF, inlG — у штаммов L. monocytogenes 2934 и 2965, ген inlH — у штаммов L. monocytogenes 2934 и 2966. Прочие гены патогенности листерий (oatA, ami, gtcA, vip, lisK) детектированы у всех 3 штаммов, кроме гена vip, который отсутствовал у штамма L. monocytogenes 2966.

Остров стрессоустойчивости SSI-1, ассоциированный с устойчивостью к кислотам, солям и обеспечивающий рост в пищевых продуктах [19], обнаружен у штамма L. monocytogenes 2966 сиквенс-типа ST7 эволюционной линии II, что согласуется с данными, поученными ранее в Китае [20]. Остров стрессоустойчивости SSI-2, обеспечивающий L. monocytogenes выживание в щелочных условиях и в условиях окислительного стресса [21], не выявлен ни у одного штамма (табл. 3). В геномах 2 штаммов серогруппы 1/2a-3a сиквенс-типов ST20 и ST425 не обнаружено ни одного острова стрессоустойчивости.

ОБСУЖДЕНИЕ

В разных странах наблюдается устойчивая тенденция к увеличению доли антибиотикорезистентных штаммов L. monocytogenes: к ципрофлоксацину (2%), эритромицину (1%) в Австралии [22]; амоксициллину/клавуланату (6%), ко-тримоксазолу (10%), цефтриаксону (49%), клиндамицину (54%), ампициллину (83%), оксациллину (90%) в Польше [23, 24]; гентамицину (94%), стрептомицину (98%) в Ираке [25], что связывают с мутациями и горизонтальным переносом генов [26]. Повсеместно отмечается неблагоприятная тенденция распространения MDR-штаммов. В Японии с 2012 по 2017 г. отмечено увеличение доли MDR-штаммов L. monocytogenes с 46,7 до 82,6% [27]. В Египте в 2017 г. 88% штаммов L. monocytogenes, выделенных из молочных продуктов и от сотрудников молокоперерабатывающего предприятия, относились к категории MDR [28].

Выявление MDR-штаммов L. monocytogenes в сточных водах и идентификация в их геномах генетических детерминант антибиотикорезистентности указывает на неблагоприятную эпидемическую ситуацию по листериозу на территории вблизи животноводческих предприятий в обследованном регионе.

Сиквенс-типы ST7, ST20, ST425 L. monocytogenes преимущественно идентифицированы у штаммов, выделенных из пищевых продуктов [29], в образцах фекалий животных в национальных парках Новосибирской, Калужской, Тверской, Владимирской областей [30]. L. monocytogenes ST7 является аутохтонной генетической линией для России, характерной для изолятов из пищевых продуктов, объектов окружающей среды и от больных с перинатальным и неонатальным листериозом и менингитом [31]. ST7 определён у штаммов L. monocytogenes, выделенных от людей, сельскохозяйственных животных, грызунов на территории Восточной Европы, Центральной Азии, России [32].

Штаммы L. monocytogenes 2934 и 2965 отнесены к серогруппе 1/2a-3a, штамм L. monocytogenes 2966 — к серогруппе 4a-4c. Серогруппа 1/2a-3a L. monocytogenes ранее описана у 51,0% штаммов, выделенных из пищевых продуктов и окружающей среды животноводческих и птицеводческих ферм в Польше [24], 48,3% штаммов в Японии [27], 75,7% штаммов в Турции [33]. Серогруппа 4a-4c редко определялась у штаммов L. monocytogenes, выделенных из пищевых продуктов в Польше [24] и Турции [33] и от сельскохозяйственных животных в Ираке [34]. В литературе отсутствуют данные о выделении L. monocytogenes серогрупп 1/2a-3a и 4a-4c из сточных вод.

Установлена гетерогенность 3 штаммов L. monocytogenes, выделенных из сточных вод Вологодской области, по наличию генетических детерминант антибиотикорезистентности, патогенности, стрессоустойчивости. Наличие в геномах штаммов генетических детерминант антибиотикорезистентности, островов патогенности и стрессоустойчивости, выявление генетического родства штаммов с эпидемически значимыми генетическими линиями L. monocytogenes свидетельствует о наличии у них высокого патогенного потенциала, который может быть реализован при попадании в организм человека, что указывает на необходимость использования молекулярно-генетических методов диагностики при оценке эпидемиологической ситуации по листериозу и разработке эффективных профилактических и противоэпидемических мероприятий.

ВЫВОДЫ

  1. Разработанная и апробированная схема выделения патогенных для человека листерий, включающая титрационный и фильтрационный методы посева, позволила выделить из водных образцов штаммы L. monocytogenes. Полученные данные могут быть использованы в качестве основы для разработки нормативных документов для проведения микробиологического мониторинга L. monocytogenes в водных объектах.
  2. Выявление контаминации сточных вод животноводческих предприятий MDR L. monocytogenes, несущих генетические детерминанты антибиотикорезистентности, патогенности, стрессоустойчивости, предполагает наличие у них высокого патогенного потенциала, способности вызвать вспышки листериоза среди людей.
  3. Зафиксирован первый случай выделения из сточных вод штаммов L. monocytogenes, относящихся к генетическим линиям ST7, ST20, ST425, которые ранее выделялись в России и других странах от людей, из пищевых продуктов и окружающей среды.
  4. Мультилокусное сиквенс-типирование штаммов L. monocytogenes, выделенных из сточных вод, может стать инструментом для выявления возможных источников инфекции людей во время вспышек листериозной инфекции, материалом для сравнения возбудителей, циркулирующих на различных территориях в разное время.

 

1. СанПиН 2.1.5.980-00. 2.1.5. «Водоотведение населённых мест, санитарная охрана водных объектов. Гигиенические требования к охране поверхностных вод. Санитарные правила и нормы» (утв. Главным государственным санитарным врачом РФ 22.06.2000) (с изм. от 04.02.2011, с изм. от 25.09.2014).

2. ГОСТ 32031-2012 (ISO 11290-1:1996/Amd.1:2004, NEQ) Продукты пищевые. Методы выявления и определения бактерий Listeria monocytogenes. М.; 2014.

3. МУК 4.2.1122-02 Организация контроля и методы выявления бактерий Listeria monocytogenes в пищевых продуктах. М.; 2002.

4. URL: http://www.eucast.org/clinical_breakpoints

5. URL: https://bigsdb.pasteur.fr/cgi-bin/bigsdb/bigsdb.pl?db =pubmlst_listeria_seqdef

×

About the authors

Elena A. Alekseeva

Center of Hygiene and Epidemiology in the Vologda region

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0002-1860-0026

Cand. Sci. (Med.), Head, Bacteriological laboratory

Россия, Vologda

Olga V. Polosenko

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0001-5961-9041

Cand. Sci. (Biol.), leading researcher, Microbiological research department

Россия, Obolensk

Nadezhda K. Fursova

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0001-6053-2621

Cand. Sci. (Biol.), leading researcher, Antimicrobial agents laboratory, Molecular microbiology department

Россия, Obolensk

Evgeny I. Astashkin

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0002-3559-9071

Cand. Sci. (Med.), senior researcher, Antimicrobial agents laboratory, Molecular microbiology department

Россия, Obolensk

Valery N. Borzenkov

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0002-6382-4299

Cand. Sci. (Biol.), senior researcher, Antimicrobial agents laboratory, Molecular microbiology department

Россия, Obolensk

Angelina A. Kislichkina

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0001-8389-2494

Cand. Sci. (Biol.), senior researcher, Microbial collection department

Россия, Obolensk

Liubov V. Kolombet

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Author for correspondence.
Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0001-9637-7790

D. Sci. (Biol.), Head, Science Department

Россия, Obolensk

Anatoly P. Shepelin

State Research Center for Applied Microbiology and Biotechnology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0002-8253-7527

D. Sci. (Biol.), Deputy director, State Research

Россия, Obolensk

Andrey Yu. Mironov

G.N. Gabrichevsky Moscow Research Institute for Epidemiology and Microbiology

Email: kolombet@obolensk.org
ORCID iD: 0000-0002-8544-5230

D. Sci. (Med.), Professor, Head, Department of microbiology

Россия, Moscow

References

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Vital signs: Listeria illnesses, deaths, and outbreaks - United States, 2009- 2011. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2013; 62(22): 448-52.
  2. European Food Safety Authority (EFSA). EU summary report on trends and sources of zoonoses, zoonotic agents and foodborne outbreaks in 2015. EFSA. 2016; 14(12): e04634. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2016.4634
  3. Воробьёв А.А., Быков А.С., Бойченко М.Н. Медицинская микробиология, вирусология и иммунология: Учебник для студентов медицинских вузов. М.: МИА; 2022.
  4. Тартаковский И.С., Малеев В.В., Ермолаева С.А. Листерии: роль в инфекционной патологии человека и лабораторная диагностика. М.: Медицина для всех; 2001.
  5. Cao X., Wang Y., Wang Y., Li H., Luo L., Wang P., et al. Prevalence and characteristics of Listeria ivanovii strains in wild rodents in China. Vector Borne Zoonotic Dis. 2019; 19(1): 8-15. https://doi.org/10.1089/vbz.2018.2317
  6. Lepe J.A. Current aspects of listeriosis. Med. Clin. (Barc.). 2020; 154(11): 453-8. https://doi.org/10.1016/j.medcli.2020.02.001
  7. Фертиков В.И., Тихонов А.Н., Хрипунов Е.М., Егорова И.Ю. К формированию бактерий рода Listeria в эпоху позднего плейстоцена: факты и гипотезы. Сельскохозяйственная биология. 2009; 44(6): 18-26.
  8. Бакулин Н.И., Батуро А.П., Блинкова Л.П., Бурова С.А., Воропаева С.Д., Гавристова И.А. и др. Клиническая лабораторная аналитика. М.: Агат-Мед; 2003.
  9. Meghdadi H., Khosravi A.D., Sheikh A.F., Alami A., Nassirabady N. Isolation and characterization of Listeria monocytogenes from environmental and clinical sources by culture and PCR-RFLP methods. Iran J. Microbiol. 2019; 11(1): 7-12.
  10. Еськова А.И., Бузолева Л.С., Ким А.В., Богатыренко Е.А., Голозубова Ю.С. Биотические факторы среды, влияющие на выживаемость листерий в морских экосистемах. Современные проблемы науки и образования. 2016; (5): 294.
  11. Ibrahim S., Azab El-Liethy M., Abia A.L.K., AbdelGabbar M., Mahmoud Al Zanaty A., Mohamed Kamel M. Design of a bioaugmented multistage biofilter for accelerated municipal wastewater treatment and deactivation of pathogenic microorganisms. Sci. Total Environ. 2020; 703: 134786. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2019.134786
  12. Шепелин А.П., Полосенко О.В., Дятлов И.А. Листерии. Современный подход к проблеме выделения листерий с использованием питательных сред. Справочник заведующего КДЛ. 2018; (7): 33-48.
  13. Полосенко О.В., Шепелин А.П., Марчихина И.И., Шолохова Л.П. Разработка питательных сред для выделения листерий. Инфекция и иммунитет. 2016; 6(3): 92. https://doi.org/10.15789/2220-7619-2016-3
  14. Светоч Э.А., Ерусланов Б.В., Борзенков В.Н., Асташкин Е.И., Хаптанова Н.М., Карцев Н.Н. и др. Специфичность и чувствительность отечественной латексной тест-системы для идентификации Listeria monocytogenes. Дальневосточный журнал инфекционной патологии. 2019; (37): 81-2.
  15. Magiorakos A.P., Srinivasan A., Carey R.B., Carmeli Y., Falagas M.E., Giske C.G., et al. Multidrug-resistant, extensively drug-resistant and pandrug-resistant bacteria: an international expert proposal for interim standard definitions for acquired resistance. Clin. Microbiol. Infect. 2012; 18(3): 268-81. https://doi.org/10.1111/j.1469-0691.2011.03570.x
  16. Doumith M., Buchrieser C., Glaser P., Jacquet C., Martin P. Differentiation of the major Listeria monocytogenes serovars by multiplex PCR. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(8): 3819-22. https://doi.org/10.1128/JCM.42.8.3819-3822.2004
  17. Moura A., Criscuolo A., Pouseele H., Maury M.M., Leclercq A., Tarr C., et al. Whole genome-based population biology and epidemiological surveillance of Listeria monocytogenes. Nat. Microbiol. 2016; 2: 16185. https://doi.org/10.1038/nmicrobiol.2016.185
  18. Maury M.M., Tsai Y.H., Charlier C., Touchon M., ChenalFrancisque V., Leclercq A., et al. Uncovering Listeria monocytogenes hypervirulence by harnessing its biodiversity. Nat. Genet. 2016; 48(3): 308-13. https://doi.org/10.1038/ng.3501
  19. Patange A., O'Byrne C., Boehm D., Cullen P.J., Keener K., Bourke P. The effect of atmospheric cold plasma on bacterial stress responses and virulence using Listeria monocytogenes knockout mutants. Front. Microbiol. 2019; 10: 2841. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.02841
  20. Chen Y., Chen Y., Pouillot R., Dennis S., Xian Z., Luchansky J.B., et al. Genetic diversity and profiles of genes associated with virulence and stress resistance among isolates from the 2010- 2013 interagency Listeria monocytogenes market basket survey. PLoS One. 2020; 15(4): e0231393. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0231393
  21. Kaszoni-Rückerl I., Mustedanagic A., Muri-Klinger S., Brugger K., Wagner K.H., Wagner M., et al. Predominance of distinct Listeria Innocua and Listeria monocytogenes in recurrent contamination events at dairy processing facilities. Microorganisms. 2020; 8(2): 234. https://doi.org/10.3390/microorganisms8020234
  22. Wilson A., Gray J., Chandry P.S., Fox E.M. Phenotypic and genotypic analysis of antimicrobial resistance among Listeria monocytogenes isolated from Australian food production chains. Genes (Basel). 2018; 9(2): 80. https://doi.org/10.3390/genes9020080
  23. Maćkiw E., Stasiak M., Kowalska J., Kucharek K., Korsak D., Postupolski J. Occurrence and characteristics of Listeria monocytogenes in ready-to-eat meat products in Poland. J. Food Prot. 2020; 83(6): 1002-9. https://doi.org/10.4315/JFP-19-525
  24. Kuch A., Goc A., Belkiewicz K., Filipello V., Ronkiewicz P., Gołębiewska A., et al. Molecular diversity and antimicrobial susceptibility of Listeria monocytogenes isolates from invasive infections in Poland (1997-2013). Sci. Rep. 2018; 8(1): 14562. https://doi.org/10.1038/s41598-018-32574-0
  25. Al-Mashhadany D.A. Occurrence and antibiogram of Listeria monocytogenes isolates from retail meat shops at Erbil city, Kurdistan region, Iraq. Ital. J. Food Saf. 2019; 8(4): 8451. https://doi.org/10.4081/ijfs.2019.8451
  26. Baquero F., F Lanza V., Duval M., Coque T.M. Ecogenetics of antibiotic resistance in Listeria monocytogenes. Mol. Microbiol. 2020; 113(3): 570-9. https://doi.org/10.1111/mmi.14454
  27. Maung A.T., Mohammadi T.N., Nakashima S., Liu P., MasudaY., Honjoh K.I., et al. Antimicrobial resistance profiles of Listeria monocytogenes isolated from chicken meat in Fukuoka, Japan. Int. J. Food Microbiol. 2019; 304: 49-57. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2019.05.016
  28. Tahoun A.B.M.B., Abou Elez R.M.M., Abdelfatah E.N., Elsohaby I., El-Gedawy A.A., Elmoslemany A.M. Listeria monocytogenes in raw milk, milking equipment and dairy workers: Molecular characterization and antimicrobial resistance patterns. J. Glob. Antimicrob. Resist. 2017; 10: 264-70. https://doi.org/10.1016/j.jgar.2017.07.008
  29. Caruso M., Fraccalvieri R., Pasquali F., Santagada G., Latorre L.M., Difato L.M., et al. Antimicrobial susceptibility and multilocus sequence typing of Listeria monocytogenes isolated over 11 years from food, humans, and the environment in Italy. Foodborne Pathog. Dis. 2020; 17(4): 284-94. https://doi.org/10.1089/fpd.2019.2723
  30. Voronina O.L., Ryzhova N.N., Kunda M.S., Kurnaeva M.A., Semenov A.N., Aksenova E.I., et al. Diversity and pathogenic potential of Listeria monocytogenes isolated from environmental sources in the Russian Federation. Int. J. Modern Eng. Res. Technol. 2015; 5(3): 5-15.
  31. Воронина О.Л., Кунда М.С., Рыжова Н.Н., Кутузова А.В., Аксёнова Е.И., Карпова Т.И. и др. Листериоз: генотипирование как ключ к выявлению возможного источника заражения. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2019; 21(4): 261-73. https://doi.org/10.36488/cmac.2019.4.261-273
  32. Psareva E.K., Egorova I.Y., Liskova E.A., Razheva I.V., Gladkova N.A., Sokolova E.V., et al. Retrospective study of Listeria monocytogenes isolated in the territory of inner Eurasia from 1947 to 1999. Pathogens. 2019; 8(4): 184. https://doi.org/10.3390/pathogens8040184
  33. Coban A., Pennone V., Sudagidan M., Molva C., Jordan K., Aydin A. Prevalence, virulence characterization, and genetic relatedness of Listeria monocytogenes isolated from chicken retail points and poultry slaughterhouses in Turkey. Braz. J. Microbiol. 2019; 50(4): 1063-73. https://doi.org/10.1007/s42770-019-00133-y
  34. Al-Ali H.J., Al-Rodhan M.A., Al-Hilali S.A., Al-Charrakh A.H., Al-Mohana A.M., Hadi Z.J. Molecular detection of serotype groups of Listeria monocytogenes isolated from gallbladder of cattle and sheep in Iraq. Vet. World. 2018; 11(4): 431-6. https://doi.org/10.14202/vetworld.2018.431-6

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Table 1. Analysis of water samples by bacteriological and biochemical methods

Download (667KB)
Indexing metadata
3. Table 2. Phenotypes of antibiotic resistance of L. monocytogenes strains isolated from waste water samples — аntibacterial MICs, mg/l

Download (53KB)
Indexing metadata
4. Table 3. Characteristics of genomes of 3 L. monocytogenes strains isolated from waste water samples

Download (66KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2022 Alekseeva E.A., Polosenko O.V., Fursova N.K., Astashkin E.I., Borzenkov V.N., Kislichkina A.A., Kolombet L.V., Shepelin A.P., Mironov A.Y.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ПИ № ФС77-75442 от 01.04.2019 г.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies