Yersinia pestis pathogenicity

Full Text

Известно, что возбудитель чумы — типичный представитель токсикоинфекций,
и развитие заболевания при всех клинических формах сопровождается выраженной
и прогрессирующей интоксикацией макроорганизма. Основным патогенетическим
фактором Y.pestis, выполняющим функцию токсина, является структурный компонент клеточной стенки грамотрицательных бактерий — липополисахарид (ЛПС)
[2, 7, 38]. Этот гетерополимер относится к биологически активным веществам опосредованного действия. Для проявления его токсических свойств необходимо отделение ЛПС от внешней мембраны бактерий и представление рецепторам иммунокомпетентных клеток макроорганизма в свободной функционально активной форме.
В опытах in vitro и in vivo показано, что целые клетки Yersinia pestis и выделенные
из них препараты ЛПС обладают различными иммуномодулирующими свойствами
[40, 41]. Максимальное воздействие на рецепторный комплекс TLR4/MD2 оказывает свободная форма ЛПС. В то же время. эффект действия ЛПС, связанного с бактериальной клеткой, незначителен. Объясняется это тем, что токсически активная
часть ЛПС (липид А) жестко фиксирована физико-химическими связями с биополимерами внешней мембраны бактерий, что исключает его участие в активации фагоцитарных клеток макроорганизма.
Из данных литературы известно, что ЛПС грамотрицательных бактерий в свободной форме в небольших количествах может высвобождаться в среду при делении
клеток, при разрушении бактерий в процессе фагоцитоза, под действием комплекса белков системы комплемента и при действии антибиотиков, а также обнаруживается в составе бактериальных везикул [29]. Особенность патогенных бактерий, токсический компонент которых представлен ЛПС, состоит в том, что источником функционально активной формы ЛПС являются не разрушенные, как это было принято
считать ранее, а живые бактерии, которые способны выделять ЛПС клеточной стенки во внешнюю среду, подобно секреции экзотоксинов белковой природы [48].
Предположение о наличии токсина у Y. pestis и высокой токсигенности вирулентных штаммов было высказано впервые А. Иерсином сразу же после открытия
им этого микроорганизма (цит. по Домарадскому И.В.) [8]. В дальнейшем изучению природы токсина Y. pestis было посвящено большое количество научных работ.
Однако факт гипертоксичности Y. pestis, который не вызывал сомнения у практикующих врачей, долгое время не мог найти экспериментального подтверждения.
Результаты многочисленных опытов по выявлению токсической субстанции Y. pestis
в средах культивирования бактерий и их фильтратах не имели успеха [8]. Объяснить
причину неудач удалось относительно недавно после того, как были получены новые сведения о структурно-функциональной организации ЛПС Y. pestis. В начале
2000-х годов практически одновременно были опубликованы работы японского
исследователя Kawahara K., затем российских ученых Книрель Ю. и др., которые
впервые доказали, что синтез ЛПС у Y. pestis регулируется температурой, а изменения химической структуры ЛПС при переходе от низко- к высокотемпературному
режиму культивирования бактерий чумы направлены не на усиление токсических
свойств ЛПС, а напротив, на снижение его биологической активности [4, 35, 37].
Модификация, которую претерпевает ЛПС 37, приводит практически к полной утрате его токсических свойств: препарат малотоксичен или вообще нетоксичен для
биопробных животных и является слабым индуктором провоспалительных цитокинов [1, 18, 23, 42]. Низкая биологическая активность ЛПС 37 могла быть причиной
отрицательных результатов опытов по выявлению ЛПС Y. pestis в среде инкубации
бактерий. Тем не менее три- и тетраацилированные формы липида А, свойственные
ЛПС 37, являются обязательным условием для проявления вирулентных свойств
Y. pestis в условиях in vivo [42].
Основополагающей работой, которая определила вектор нового направления
исследований, послужили данные, опубликованные А.Н. Кравцовым с соавторами
в 1993 г. [14]. Этой группой исследователей был описан феномен повышения вирулентных свойств бактерий чумы в условиях in vitro под влиянием биологически
активного вещества (БАВ), присутствующего в эритроцитах крови и тканях паренхиматозных органов млекопитающих. При этом отмечены два важных момента: для
проявления феномена необходима предварительная инкубация клеток при температуре 370
С, а усиление вирулентных свойств имеет фенотипический характер.
В дальнейшем результаты исследования этого явления были изложены в ряде
научных публикаций [18, 20—22]. Выяснено, что биологически активное вещество
представляет собой низкомолекулярное соединение с выраженными полярными
свойствами и относится к классу гликолипидов. Повышение вирулентности бактерий чумы под его влиянием связано с активацией ЛПС, присутствующего в капсульном веществе Y. pestis. Как известно, капсула Y. pestis представляет собой сложно
организованную надмолекулярную структуру, которую формирует специфический
белок Caf1 (F1) [2, 3, 13]. Биологическая особенность капсулы Y. pestis заключается
в том, что она не имеет жесткой связи с поверхностными структурами клетки, легко
отделяется от них и диффундирует во внешнюю среду. Состав капсульного вещества гетерогенен, и, по данным ряда авторов, содержит ЛПС и специфический белок Y. pestis избирательной токсичности — «мышиный» токсин (МТ) [10, 12, 18, 24].
Однако, несмотря на присутствие обеих токсичесих субстанций, внутрибрюшинное введение капсульного вещества биопробным животным даже в очень высоких
дозах — 100 — 200 мкг на мышь и 1 — 3 мг на морскую свинку — не приводит к их
гибели. Если же на капсульную субстанцию, отделенную от клеток, воздействовать
биологически активным веществом, то инокулят становится токсичным для обоих
видов животных. Летальным эффектом обладает инокулят, содержащий чрезвычайно малые количества токсических веществ (0,052 мкг МТ и 36 мкг ЛПС для мышей
и 0,5 мкг МТ и 360 мкг ЛПС для морских свинок) [18, 20]. Переход от биологически
инертного к токсически активному состоянию объясняется изменением физико-химических свойств капсульного вещества под влиянием БАВ [21]. Экспериментально
установлено, что БАВ уменьшает плотность упаковки полимеров, увеличивает
вязкость капсулы и изменяет молекулярную организацию составляющих ее компонентов. Нарушение слабых взаимодействий меняет пространственную ориентацию биополимеров капсульного вещества, в том числе и ЛПС. По нашим данным,
модификация ЛПС под влиянием БАВ заключается в трансформации трехмерной
структуры полимеров ЛПС в токсически активную форму. В этих же условиях модулятором токсических свойств ЛПС может быть МТ, который образует комплекс
ЛПС-МТ, выскотоксичный как для мышей, так и для морских свинок [17]. В обоих
случаях — под влиянием БАВ и МТ — модификация ЛПС заключается в формировании токсически активной конформации полимера без изменения его первичной
химической структуры. Таким образом, реализация токсического потенциала ЛПС
представляет собой цепь последовательных реакций, в которых принимают участие
капсульное вещество бактерий, а также факторы микро- и макроорганизма [22].
В настоящей работе мы акцентировали внимание на изучении первого этапа этого процесса — экспорте ЛПС от внешней мембраны клеточной стенки в капсульное
вещество бактерий чумы. Вопрос о том, как и каким образом этот процесс осуществляется, не обсуждался и не имеет научного объяснения. В то же время, присутствие
ЛПС в составе капсулы могло быть случайным событием или же результатом активного транспорта ЛПС за пределы бактериальной клетки [13, 25, 28]. Анализ данных
литературы об экспортирующих системах микроорганизмов и результаты собственных исследований позволили нам предположить, что процесс образования внеклеточной формы ЛПС функционально связан с активностью резидентных плазмид Y.
pestis — pMT1, pCD1 и pPCP1. Эти внехромосомные элементы наследственности
определяют вирулентные свойства Y. pestis [2, 15, 23, 26]. Особенность их функциональной организации заключается в том, что белки, кодируемые плазмидами, не
принимают участия в метаболических процессах клетки, а транслоцируются на внешнюю поверхность клеточной стенки бактерий или же секретируются в окружающую среду [13, 27, 30, 31, 36, 38, 44, 45]. Такая «внеклеточная» локализация белков
позволяет им вступать в непосредственный контакт с молекулярными структурами
макроорганизма. В зависимости от биохимических свойств полимеров их взаимодействие инициирует развитие патологических процессов различной направленности. Все это давало основание полагать, что процесс токсигенности Y. pestis как
свойство патогена синтезировать и выделять ЛПС во внешнюю среду может быть
сопряжен с системой экспорта белков, кодируемых плазмидами Y.pestis. Для проверки этого предположения была изучена способность штаммов Y. pestis, содержащих разный состав плазмид, продуцировать внеклеточную форму ЛПС.
Экспериментальная работа выполнена на вакцинном штамме Y. pestis EV76
(pMT1, pCD1, pPCP1) и высоковирулентном Y. pestis 231 LD50=3 + 20 м. к./мышь (pMT1, pCD1, pPCP1). Из вакцинного штамма Y. pestis EV76 были получены бесплазмидный вариант (pMT1-
, pCD1-
, pPCP1-
) и варианты, содержащие одну из плазмид: Y. pestis EV76 (pMT1); Y. pestis EV76 (pCD1); Y. pestis EV76 (pPCP1). Отсутствие
интеграции плазмид с хромосомной ДНК было подтверждено методом ПЦР с праймерами, комплементарными плазмидным генам caf1 (плазмида pMT1), lcrV (плазмида pCD1) и pla (плазмида pPCP1). Бесплазмидный вариант штамма Y. pestis EV76
депонирован в Государственной Коллекции патогенных бактерий под № КМ 1279
(ФКУЗ РосНИПЧИ «Микроб», г. Саратов). Бесплазмидный вариант вирулентного
штамма Y. pestis 231 (pMT1-
, pCD1-
, pPCP1-
) любезно предоставлен доктором медицинских наук, профессором А. П. Анисимовым (ГНЦ ПМБ, г. Оболенск). Выбор
вакцинного штамма Y. pestis EV76 для проведения настоящего исследования не случаен. Клетки этого штамма не способны преодолевать неспецифический иммунный
барьер макроорганизма и не вызывают гибели животных при внутрибрюшинном
введении дозы 1.
108
м.к./мышь. В то же время, основной патогенетический фактор —
эндотоксин — у этого штамма сохранен и его действие проявляется при внутривенном введении бактерий биопробным животным [49, 50] или же в условиях, описанных нами ранее [14, 16].
Для выяснения вопроса о функциональной взаимосвязи между экспрессией генов резидентных плазмид и токсигенными свойствами Y. pestis использовали три
методических приема тестирования ЛПС, чувствительность которых и принцип
действия различен: модель инфекционно-токсического шока, описанная А.Н.
Кравцовым и др. [14, 16], модель сенсибилизации биопробных животных D-галактозамином (D-Gal) [5, 32] и LAL-тест (набор E-TOXATE, Sigma, USA) [43]. Первые
два метода позволяют судить о присутствии функционально активной формы ЛПС
в среде инкубации бактерий по ее токсичности для биопробных животных, но механизмы действия ЛПС на клетки иммунной системы макроорганизма в этих двух
случаях различны. Модель, предложенная Кравцовым А.Н., основана на трансформации ЛПС из биологически инертного в токсически активную форму в условиях
in vitro. Процесс валиден терминальной стадии инфекции и осуществляется под
влиянием БАВ, присутствующего в гемолизированных эритроцитах крови и тканях
паренхиматозных органов млекопитающих. В условиях макроорганизма токсическое действие ЛПС реализуется через рецепторный комплекс TLR4/MD2 фагоцитарных клеток и инициирует развитие инфекционно-токсического шока [16, 22].
Чувствительность метода, определенная для ЛПС37 вакцинного штамма Y. pestis EV
76, который в обычных условиях не токсичен для биопробных животных, составляет
LD50 520 + 610 мкг/мышь [18]. В случае с D-галактозамином (D-GalN) механизм
токсического действия ЛПС на макроорганизм иной — провоспалительный цитокин TNF-α, синтез которого индуцирует ЛПС, активирует специфические рецепторы апоптоза исключительно клеток печени (FasR/ApoI), что приводит к гибели
гепатоцитов и организма в целом. На фоне D-GalN различия токсических свойств
препаратов ЛПС 37 нивелируются. Чувствительность к ЛПС37 вакцинного штамма
в условиях D-GalN равна 10 — 20 мкг/мышь [5], т. е. выше приблизительно в 100 раз
по сравнению с моделью инфекционно-токсического шока. Оба метода высокоэффективны для детекции свободной формы ЛПС Y. pestis в условиях in vivo.
Универсальной тест-системой, которая в равной мере чувствует как свободную, так и связанную с клеточной стенкой бактерий форму ЛПС является белковый лизат мечехвоста Limulus polyphemus, известный в фармакопейной практике
как LAL-тест. Его гемолимфа обладает уникальной способностью переходить в
гелеобразное состояние при взаимодействии с липидом А грамотрицательных бак-терий. Ферментативная система, катализирующая эту реакцию, высокоспецифична и высокочувствительна (0, 125 EU/ml). В экспериментах с препаратами ЛПС Y.
pestis различной степени токсичности мы установили, что пирогенная активность
их одинакова, и минимальная концентрация ЛПС37 Y. pestis EV76, катализирующая
гелеобразование, составляет 10 мкг/мл.
Все эксперименты были выполнены на клетках Y. pestis, выращенных на плотной питательной среде при 37 °C в течение 18 — 24 часов. В случае использования
модели инфекционно-токсического шока клетки Y. pestis инкубировали в гемолизированных эритроцитах крови человека, как описано А.Н. Кравцовым и др. [14]. При
использовании LAL-теста и модели D-GalN внеклеточную форму ЛПС тестировали в супернатантах и фильтратах клеток Y. pestis, полученных следующим образом.
Клетки Y. pestis, выращенные при 37 °С в течение 18-24 ч, суспендировали в физиологическом растворе NaCl (1х1010 м.к./мл), полученную взвесь инкубировали 3 часа
при 37 °C, инактивировали клетки кипячением в течение 30 мин и осаждали центрифугированием при 12000 об./мин в течение 5 мин. Супернатант содержал 1х103 —
1х104
м.к./мл. Для полного удаления клеток пробы фильтровали через стерильные
мембранные фильтры Millex GR (0,22 μm, «Merck» Millipore Ltd). О присутствии
функционально активной формы ЛПС на моделях инфекционно-токсического шока и D-GalN судили по гибели животных в течение первых двух суток наблюдения (в
тексте представлены выраженные в процентах крайние значения гибели животных,
полученные в серии экспериментов).
Для выяснения принципиального вопроса — играют ли роль резидентные
плазмиды Y. pestis в образовании внеклеточной формы ЛПС — на первом этапе
работы были изучены токсигенные свойства штаммов Y. pestis EV76 (pMT1, pCD1,
pPCP1) и Y. pestis 231 (pMT1, pCD1, pPCP1), содержащих полный набор плазмид, и
их бесплазмидных вариантов: Y. pestis EV76 (pMT1-
, pCD1-
, pPCP1-
) и Y. pestis 231-
(pMT1-
, pCD1-
, pPCP1-
). Объектом исследования являлись супернатанты клеток и
их бесклеточные фильтраты, полученные в описанных выше условиях. Результаты
проведенных экспериментов свидетельствуют о том, что токсигенные свойства полноценного и бесплазмидного вариантов Y. pestis отличаются друг от друга и эти различия имеют не количественный, а качественный характер. Так, все тест-системы
регистрируют ЛПС в супернатантах и фильтратах клеток Y. pestis EV 76 и Y. pestis
231, имеющих полноценный набор плазмид. На моделях инфекционно-токсического шока и D-GalN это выражалось в гибели 80 — 100% биопробных животных в
течение первых двух суток наблюдения. Ферментативный LAL-тест регистрировал в
фильтратах вакцинного штамма активность ЛПС, равную 32,05 EU/ml. В то же время, супернатанты и фильтраты бесплазмидных вариантов Y. pestis EV76 и Y. pestis 231
не токсичны для мышей и реакция с LAL-тестом давала отрицательный результат.
На модели биопробных животных столь же четкие различия токсигенных свойств
были выявлены между живыми и убитыми кипячением клетками полноценного
вакцинного штамма Y. pestis EV76. Cреда инкубации живых бактерий была токсичной для мышей, а супернатанты и фильтраты, полученные после инкубации инактивированных клеток, токсическим эффектом не обладали. Качественные различия
между полноценными и бесплазмидными вариантами Y. pestis EV76 подтверждают
также результаты опытов по внутривенному введению культур биопробным животным. Введение клеток полноценного вакцинного штамма Y. pestis EV76 в хвостовую
вену в количестве 1·108 м. кл. вызывало развитие типичного инфекционного процесса. Бесплазмидные варианты Y. pestis в тех же условиях не проявляли токсических
свойств, и гибели животных не наблюдалось [6, 11, 19].Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о функциональной
взаимосвязи между резидентными плазмидами и процессом токсигенности Y. pestis.
Впервые установлено, что клетки Y. pestis, содержащие полноценный набор плазмид,
способны освобождать ЛПС во внешнюю среду, и этот процесс не связан с разрушением бактерий, а является функцией живых клеток возбудителя чумы. Варианты Y.
pestis, лишенные внехромосомных элементов наследственности, такой способностью не обладают. Видимо, процесс сопряжен с транслокацией белков, кодируемых
плазмидами pMT1, pCD1, pPCP1, на поверхность клетки либо во внешнюю среду.
Можно было a priori предположить, что перемещение ЛПС-белкового комплекса
изменяет архитектонику внешней мембраны клетки. В этом случае клетки Y. pestis,
содержащие и не содержащие плазмидные репликоны, могут существенно различаться не только по количественно-качественному составу белков внешней мембраны, но возможно, и по стерической ориентации молекул ЛПС. Для проверки
этого предположения изучили способность ферментов LAL-теста реагировать непосредственно с ЛПС клеточной стенки бактерий чумы. Опыты были выполнены на
интактных и инактивированных кипячением клетках вакцинного штамма Y. pestis
EV76 с полноценным составом плазмид и с его бесплазмидным вариантом. Как выяснилось, ферментативный каскад LAL-теста вступает в реакцию с ЛПС клеточной
стенки бактерий, имеющих полноценный набор плазмид. При этом положительная
реакция отмечается в пробах как с интакными, так и с инактивированными клетками Y. pestis EV76. Чувствительность реакции очень высокая, гелеобразование
наблюдается в пробах, содержащих 10 м.к./мл. В экспериментах с бесплазмидным
вариантом Y. pestis EV76 ЛПС не тестируется ни в свободном, ни в связанном состоянии [19].
Видимо, в клетках Y. pestis EV76, лишенных плазмид, стерическое расположение
молекул ЛПС типично для грамотрицательных бактерий. Цепи ЛПС формируют
упорядоченную структуру со строгой ориентацией полярных/неполярных полюсов
полимера. При этом полисахаридная часть направлена на внешнюю сторону бактериальной клетки, а базальная зона и гликолипидная область ЛПС максимально
удалены от наружной поверхности и связаны как с цитоплазматической мембраной,
так и с пептидогликаном клеточной стенки. При такой ориентации молекул ЛПС
доступность липида А (даже в случае R-хемотипа ЛПС) для взаимодействия с белками-ферментами, расположенными за пределами бактериальной клетки, весьма
ограничена. У бактерий Y. pestis, имеющих стандартный набор плазмид, архитектоника клеточной стенки определяется белками, кодируемыми плазмидами pMT1,
pCD1 и pPCP1. Видимо, при образовании ЛПС-белкового комплекса в силу стереохимических особенностей полимеров происходит изменение пространственной
ориентации молекулы ЛПС. В результате инверсии полярных/неполярных полюсов
гликолипидная область ЛПС экспонируется на внешней мембране клеток и стерически становится доступной для взаимодействия с ферментативной системой LALтеста. Вопрос о молекулярных механизмах этого процесса может быть предметом
специальных исследований. В рамках настоящей работы была предпринята попытка оценить роль каждой из плазмид в реализации токсигенных свойств Y. pestis.
На модели D-GalN и инфекционно-токсического шока установлено, что токсичность среды инкубации клеток Y. pestis EV76, содержащих различный набор
плазмид, достоверно отличается друг от друга и варьирует в пределах от 0 до 100%.
Так, супернатанты и фильтраты полноценного штамма Y. pestis EV76 вызывают
80—100% гибель животных в течение первых двух суток наблюдения. После введения мышам супернатанта/фильтрата Y. pestis EV76 (pCD1), содержащего плазми-ду кальцийзависимости, погибало от 40 до 60 % животных, вариант Y. pestis EV76
(pMT1) вызывал гибель 10 — 20% мышей. При введении супернатанта/фильтрата
Y. pestis EV76 (pPCP1), содержащего только плазмиду пестициногенности, гибели
животных вообще не наблюдалось. Супернатант бесплазмидного варианта Y. pestis
EV76 (pMT1-
, pCD1-
, pPCP1-
) в аналогичных условиях также не обладает токсическими свойствами [6, 11]. Данные, полученные на модели биопробных животных,
полностью совпадают с результатами экспериментов c использованием LAL-теста.
Супернатанты/фильтраты клеток Y. pestis EV76, содержащих полный набор плазмид,
и изогенные варианты штамма Y. pestis EV76, имеющие по одной плазмиде — pCD1
или же pMT1, в LAL-тесте дают положительный результат. Согласно результатам
ЛАЛ-теста, количество ЛПС в супернатантах Y. pestis EV76 (pMT1, pCD1, pPCP1)
равно 32,05(EU/ml), соответственно в супернатантах Y. pestis EV76 (pCD1) — 16,02
(EU/ml) и в супернатантах Y. pestis EV76 (pMT1) — 8,00 (EU/ml). В супернатантах/
фильтратах клеток штаммов Y. pestis EV76 с плазмидой pPCP1 и бесплазмидного варианта ЛПС не выявляется [19].
Таким образом, установлено, что отделение ЛПС от клеточной мембраны бактерий во внешнюю среду происходит под влиянием белков, кодируемых плазмидами
Y. pestis. При этом процесс ЛПС-белковых взаимодействий является основополагающим. В зависимости от химической структуры биополимеров их соединение
может изменять функциональную активность как ЛПС, так и белковой молекулы. Наиболее изучен в настоящее время комплекс высокотемпературного ЛПС с
Pla белком плазмиды пестициногенности pPCP1, ассоциация которых приводит к
ЛПС-зависимому фолдингу Pla [9, 36, 47]. Результаты наших опытов предполагают,
что химическая связь между белком Pla и ЛПС в этом комплексе осуществляется
через липид А, что блокирует его функционально активные группы. Возможность
ассоциации ЛПС с МТ была установлена нами ранее. В этом комплексе, в отличие
от ЛПС-Pla, связь осуществляется через коровую область ЛПС, в результате чего
высокотемпературный ЛПС трансформируется из неактивной в токсически активную форму [17, 18].
Участие белков, кодируемых плазмидой pCD1, в реализации токсического потенциала ЛПС установлено нами впервые. Плазмида кальцийзависимости pCD1,
как известно, определяет синтез более чем 25 белков различного функционального
действия (структурные белки аппарата секреции T3SS, эффекторные Yops и регуляторные белки) [3, 27, 30, 44, 46]. На основании имеющихся данных не представляется возможным сказать, какие из белков взаимодействуют с ЛПС. В настоящий
момент можно лишь констатировать тот факт, что белки, кодируемые pCD1, вносят
максимальный вклад в активацию высокотемпературного ЛПС Y. pestis и способствуют переводу его в экстрацеллюлярную форму.
Обращает на себя внимание тот факт, что в комплексе ЛПС-белок белковый
компонент является переменной величиной и может быть представлен Pla, МТ и
белком/белками pCad. В то время как ЛПС — консервативная часть комплекса и
химическая структура высокотемпературного ЛПС играет исключительную роль в
формировании внеклеточной формы ЛПС. По данным Montminy S. et al. генетический мутант вирулентного штамма Y. pestis KIM1001-pLpxL с конститутивным
синтезом гексагональной формы липида А (аналог ЛПС26) утрачивает вирулентные свойства для биопробных животных при наличии всех известных детерминант
вирулентности [42]. В то же время, такой же по структуре ЛПС37, выделенный из
бактерий аттенуированного штамма Y. pestis KIM5-pLpxL, активирует TLR4/MD2
рецептор и обладает выраженной цитокинпродуцирующей способностью. Видимо, мутант вирулентного штамма Y. pestis KIM1001-pLpxL имеющий ЛПС низкотемпературного строения, утрачивает свойства токсигенности.
Переход ЛПС от связанного к свободному состоянию — это центральный момент
патогенетического действия ЛПС, и особая роль в реализации этого процесса принадлежит, по нашему мнению, капсульному веществу Y. pestis. Результаты экспериментов
ряда исследователей свидетельствуют о том, что капсула является носителем токсина
чумного микроба [10, 12, 13, 24]. Предполагаем, что при отделении капсульного вещества от клеток все биомолекулы, находящиеся на поверхности внешней мембраны и не
имеющие ковалентной связи с близлежащими полимерами, включая молекулы ЛПС,
«стягиваются» вместе с капсулой в окружающую среду. Накопление ЛПС в составе
капсульной субстанции происходит пропорционально росту и размножению бактерий
в организме инфицированного хозяина. По мере отделения от бактериальной клетки
под воздействием литических ферментов и БАВ макроорганизма упорядоченная структура капсулы нарушается. При этом происходит разрыв слабых связей между полимерами и устанавливаются новые межмолекулярные взаимодействия в соответствии с
законами биоэнергетики. Токсически активная форма ЛПС в этой гетерогенной системе может быть представлена как комплексом ЛПС-белок макрорганизма (ЛПС-LBP),
так и комплексами ЛПС с белками Y. pestis (ЛПС-МТ и ЛПС-белок/белки PCD1).
Дублирование функции гарантирует надежность системы в целом, в данном случае
— токсического эффекта ЛПС. Дальнейшее взаимодействие ЛПС-белковых комплексов с TLR4/MD2 миелоидных клеток макроорганизма канонично и осуществляется
по схемам, описанным ранее [22]. Трансформация функциональных свойств ЛПС
Y. pestis от структурного компонента клеточной стенки бактерий до биологически активного полимера токсического действия, изложенная в настоящем обзоре, может служить ярким примером суммарного эффекта взаимодействия физических и химических факторов макро- и микроорганизмов. Динамику этого процесса можно представить следующим образом: экспрессия генов Y. pestis высокотемпературного генотипа
[33, 39] —> взаимодействие полимеров, синтез которых детерминирован хромосомными и плазмидными репликонами с образованием ЛПС-белковых комплексов —> транслокация этих комплексов на поверхность клеточной стенки бактерий —> аккумуляция ЛПС в составе капсульного вещества Y. pestis и отделение капсулы
от бактериальной клетки —> активация ЛПС-белковых комплексов, содержащихся в
составе капсульного вещества, биологически активными факторами макроорганизма.
Таким образом, экспериментальные данные, представленные в настоящем обзоре, свидетельствуют о том, что процесс токсигенности Y. pestis как способность
патогена синтезировать и продуцировать токсин в окружающую среду высокоспецифичен и в полной мере отражает биологическую уникальность Y. pestis.

About the authors

V. I. Tynyanova

Rostov-on-Don Research Institute for Plague Control

Email: fake@neicon.ru
Россия

E. P. Sokolova

Rostov-on-Don Research Institute for Plague Control

Email: fake@neicon.ru
Россия

V. P. Zyuzina

Rostov-on-Don Research Institute for Plague Control

Email: fake@neicon.ru
Россия

G. V. Demidova

Rostov-on-Don Research Institute for Plague Control

Author for correspondence.
Email: fake@neicon.ru

Демидова Галина Викторовна - кандидат биологических наук.

344002, Ростов-на-Дону, ул. М. Горького, 117/40, р.т. (863)240-27-03

Россия

References

Supplementary files