IMMUNOGENICITY AND SAFETY OF A PROTOTYPE CHEMICAL ANTHRAX VACCINE IN LABORATORY ANIMAL MODELS

Full Text

ВВЕДЕНИЕ Bacillus anthracis - грамположительный спорообразующий микроорганизм, являющийся этиологическим агентом сибирской язвы. Высокая патогенность сибиреязвенного микроба сочетается с уникальной устойчивостью споровых форм к воздействию внешних факторов. В почве споры возбудителя сибирской язвы десятилетиями сохраняют жизнеспособность, являясь потенциальным источником инфекции для восприимчивых животных. Заражение человека происходит обычно при контакте с заболевшими животными или инфицированными продуктами и сырьем животного происхождения [7]. Не исключена вероятность использования патогенного микроорганизма в террористических целях [9]. В системе мероприятий по профилактике сибирской язвы важное место отводится вакцинации контингентов населения, относящихся к группам риска заражения. В Российской Федерации для этой цели используют живую вакцину на основе штамма B. anthracis СТИ-1. Выраженное защитное действие живой вакцины сопряжено с относительно высокой частотой развития побочных эффектов [3]. В значительной мере решить проблему остаточной вирулентности и реактогенности позволяют химические вакцины на основе протективного антигена (ПА). На сегодняшний день в мире лицензированы две химические сибиреязвенные вакцины - AVA (anthrax vaccine adsorbed), синоним BioThrax (производится в США) и AVP (anthrax vaccine precipitated), производится в Великобритании [11]. Отечественными учеными разрабатывалась химическая вакцина [1], а затем комбинированная, состоящая из ПА и спор вакцинного штамма [6, 8]. Все перечисленные препараты относятся ко второму поколению сибиреязвенных вакцин, технология их производства включает сорбцию на гидроокиси или фосфате алюминия культурального фильтрата аттенуированного штамма B. anthracis. Сибиреязвенные вакцинные штаммы продуцируют в среду выращивания экзотоксин, в состав которого, помимо ПА, входят факторы патогенности возбудителя сибирской язвы - отечный и летальный факторы. Кроме того, содержание ПА в подобных антигенных препаратах не подлежит стандартизации [10]. За исключением комбинированной вакцины, препараты вводятся многократно. Максимальна кратность у AVA - первичный комплекс из 3 инъекций, 3 бустерные иммунизации и ежегодная ревакцинация. После событий 2001 г. существенно активизировались усилия, направленные на повышение эффективности и уменьшения кратности введения AVA. В интенсивном режиме проводились масштабные испытания препаратов. В настоящее время на стадии клинических испытаний находится препарат AV-7909, представляющий собой AVA с адъювантом CpG-7909, активирующим структуры врожденного иммунитета [17]. Альтернативный путь - использование продуктов геномных технологий. Это качественный переход к новому поколению сибиреязвенных вакцин, отвечающих современным требованиям. За рубежом разработка рекомбинантных вакцин активно ведется с 80-х годов прошлого века. В 2012 г. в США на разных фазах клинических испытаний находились 3 вакцинных препарата на основе рекомбинатного ПА (рПА) [15]. Ранее нами был сконструирован генно-инженерный аспорогенный штамм B. anthracis 55 ТПА-1(Spo-). На условиях его использования разработан биологически безопасный и эффективный способ масштабируемого получения рПА. В оптимизированных условиях культивирования созданный продуцент синтезирует в 20 раз больше ПА, чем вакцинный штамм B. anthracis СТИ-1. Эксперименты на различных биомоделях показали высокую протектив-ную активность очищенного рПА. Отмечено увеличение индекса иммунитета при добавлении в иммунизирующий препарат белка S-слоя - ЕА1 [5, 16]. На этом основании для дальнейшей разработки нами предложен прототип сибиреязвенной химической вакцины, включающий в качестве иммуногенных компонентов рПА и ЕА1. Цель настоящего исследования - оценить способность прототипа химической сибиреязвенной вакцины стимулировать развитие врожденного и адаптивного иммунитета, получить экспериментальные подтверждения отсутствия выраженного повреждающего действия его белковых компонентов на макроорганизм. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ В работе использовали штаммы: вакцинный B. anthracis СТИ-1 и тест-заражающий B. anthracis 71/12 (2 вакцина Ценковского) (Государственная коллекция патогенных бактерий, Саратов). Эксперименты проводили на мышах линии BALB/с массой от 18 до 20 г, кроликах массой от 2,5 до 3 кг (РосНИПЧИ «Микроб», Саратов), морских свинках массой от 250 до 300 г (Столбовая, Московская обл.). Биомоделей содержали на стандартном рационе с достаточным количеством воды. ПА выделяли из рекомбинантного штамма B. anthracis 55ДTПА-1Spo- (патент РФ № 2321629), очистку проводили на хроматографической системе BioLogic Duo Flou™ (BioRad, США) с использованием MacroPrep 50Q и Sephacryl-HR300 (Bio-Rad, США) [16]. Белок ЕА1 экстрагировали из клеточных стенок штамма B. anthracis СТИ-1, очищали двухэтапной ионно-обменной хроматографией на колонке с гидроксиапатитом (Bio-Rad, США) [4]. Иммунизацию лабораторных животных антигенными препаратами осуществляли подкожно, однократно или двукратно с интервалом в 2 недели. Разовая доза рПА для мышей составляла 10 мкг, морских свинок - 25 мкг, кроликов - 50 мкг. В комплексном препарате белок ЕА1 использовали в количестве 1/2 дозы ПА. В ряде случаев непосредственно перед иммунизацией добавляли полный адъювант Фрейнда в соотношении 1:2. Антигенные препараты вводили мышам в объеме 0,2 мл, морским свинкам и кроликам - 0,5 мл. Животных групп сравнения иммунизировали подкожно однократно или двукратно споровой взвесью вакцинного штамма B. anthracis СТИ-1 в дозах 2х106 спор в 0,2 мл для мышей и 5х107 спор в 0,5 мл для морских свинок. Выделение РНК из лимфоцитов селезенки и тимуса иммунизированных и интактных мышей (по 6 особей в группе) и реакцию обратной транскрипции проводили с помощью комплектов реагентов «РИБО-сорб» и «Реверта» (ИнтерЛабСервис, Россия) согласно инструкциям фирмы-производителя. Постановку ПЦР осуществляли с использованием праймеров к фрагментам генов, кодирующих Р-актин (положительный контроль) и TLR 2 и 6 типов [14]. Олигонуклеотидные праймеры синтезировали в РосНИПЧИ «Микроб» на автоматическом синтезаторе ДНК «АСМ-800» (Биосет, Россия). Электрофоретический анализ ПЦР-продуктов осуществляли в горизонтальной камере (Bio-Rad, США) в 2% агарозном геле, используя маркеры молекулярных масс (Fermentas, Литва). Титры анти-ПА и анти-ЕА1 антител в сыворотках иммунизированных животных определяли с помощью ТИФА. Забор крови проводили с интервалом от 7 до 15 дней из ушной вены иммунизированных кроликов или морских свинок (по 3 особи в группе) и хвостовой вены мышей (по 5 особей в группе). При постановке ТИФА в качестве антигенов использовали очищенные белки рПА и ЕА1. Меченные пероксидазой видоспецифичные антитела (НИИЭМ им. Н.Ф.Гамалеи, Москва) добавляли в рабочем разведении 1:1000. Результаты регистрировали с помощью Stat Fax 2100 (Awareness Technology, США) при 405 нм. Протективные свойства изучали по стандартной схеме. Мышей и морских свинок (по 20 особей в группе) иммунизировали подкожно двукратно комплексным антигенным препаратом или однократно штаммом B. anthracis СТИ-1. Животным равнозначных контрольных групп делали инъекции физиологического раствора. Через 21 день от последней инъекции всех иммунизированных и контрольных биомоделей заражали тест-штаммом B. anthracis 71/12. Мышам вводили по 0,2 мл споровой взвеси тест-штамма в дозах от 1х103 до 1х106 спор - для иммунизированных особей и от 1х102 до 1х105 спор - для интактных (по 5 животных каждой группы на дозу). Морским свинкам вводили по 0,5 мл тест-штамма в дозах от 1х104 до 1х107 спор - для иммунизированных особей и от 1х101 до 1х104 спор - для интактных. Наблюдение за зараженными животными осуществляли в течение 10 дней, затем подсчитывали значения ЛД5о тест-штамма и индексы иммунитета, как отношение значений ЛД50 тест-штамма для иммунизированных и интактных животных. Животных выводили из опыта под эфирным наркозом. Распределение иммунокомпетентных клеток по фазам клеточного цикла устанавливали цитофлуориметрическим методом. Фиксированные в этиловом спирте лимфоциты тимуса и селезенки иммунизированных и интактных мышей (по 6 особей в группе) окрашивали раствором, содержащим бромид этидия и митрамицин. Образцы анализировали на проточном цитофлуориметре ICP-22 PHYWE (Германия). Активацию иммунокомпе-тентных клеток отражало их количество (%) в стадии пролиферации [13]. Токсичность препаратов определяли после однократного введения рПА (ЕА1) в дозах: линейным мышам - 10 или 50 мкг, морским свинкам - 25, 50 или 100 мкг. Осмотр, взвешивание и термометрирование животных проводили спустя 24 часа, на 3 и 7 сутки. Для определения острой токсичности по морфологическим показателям иммунизированных морских свинок умерщвляли хлороформом через 24 часа, на 3, 7, 21 и 27 сутки (по 3 особи на срок). После вскрытия определи массу и размеры органов животных. Для гистологического исследования забирали ткани печени, сердца, легких, почек, надпочечников, кожи, тимуса, селезенки, регионарных и отдаленных лимфатических узлов. Обработанный по стандартной методике [2] материал просматривали в биологическом микроскопе Olympus CX31 при увеличении в 40 - 200 раз. Морфометрические характеристики оценивали с помощью денситоморфометрической программы аппаратно-программного комплекса МЕКОС-Ц (версия 2.1.0.0). Для статистической обработки экспериментальных данных вычисляли среднюю арифметическую абсолютных и относительных величин (М), среднюю ошибку средней арифметической (m) и коэффициент достоверности различия средних (t). РЕЗУЛЬТАТЫ Для выяснения способности рПА и ЕА1 активировать структуры врожденного иммунитета регистрировали их действие на TLR клеток лабораторных животных. Мышей иммунизировали однократно одним из антигенов без адъюванта. Через 4 часа, на 1, 3, 7 и 14 сутки после иммунизации из тимуса и селезенки биомоделей выделяли лимфоциты. Полученный после обратной транскрипции материал использовали для постановки ПЦР с праймерами к последовательностям генов TLR 2 и 6 типов. Практически во всех пробах от иммунизированных животных регистрировали амплифицированные фрагменты установленного размера (рис. 1). В пробах от интактных мышей в ряде случаев также отмечали положительную реакцию взаимодействия со специфичными праймерами, но менее выраженную. Особенности развития адаптивного иммунитета в ответ на введение в организм белковых компонентов прототипа химической сибиреязвенной вакцины оценивали, в первую очередь, по динамике титров антител в сыворотках иммунизированных биомоделей. Мышей, морских свинок и кроликов иммунизировали двукратно рПА с адъювантом. Животным групп сравнения вводили споровую взвесь вакцинного штамма B. anthracis СТИ-1: мышам и морским свинкам - однократно, кроликам - двукратно. В целом более интенсивное образование антител отмечали у особей, иммунизированных рПА. В эксперименте на мышах титры анти-ПА антител различались следующим образом: через 28 суток - в 1,9 раза; через 1,5 месяца Рис. 1. Результаты ПЦР-анализа образца, полученного из лимфоцитов селезенки мышей через 4 часа после иммунизации рПА: 1 - маркеры молекулярных масс; ПЦР с праймерами к фрагментам генов: 2 - TLR 2 типа; 3 - TLR 6 типа; 4 - Р-актина (контроль). - 15,6 раза; 2 месяца - 31,3 раза; 2,5 месяца - 15,6 раза; 3 месяца - 4 раза; 3,5 месяца - 8 раз. В эксперименте на морских свинках: через 28 суток - в 4 раза; через 1,5 месяца - 2 раза; 2 месяца - 4 раза; 2,5 месяца - 31,3 раза; 3 месяца - 5,6 раза. Максимальное количество антител (титр 1/40000) у мышей, иммунизированных рПА, регистрировали через 2 месяца, у морских свинок - 2,5 месяца от первой инъекции (рис. 2). Пик антителообразования у линейных мышей, иммунизированных B. anthracis СТИ-1, отмечали на 28 сутки (титр 1/5120), у морских свинок - через 1,5 месяца (титр 1/2560). В эксперименте на кроликах на 21 и 28 сутки иммуногенеза более выраженное образование анти-ПА антител отмечали у биомоделей, двукратно иммунизированных вакцинным штаммом - титры были выше в 31,3 и 5 раз, соответственно. В дальнейшем, напротив, регистрировали превышение количества анти-ПА антител у кроликов, иммунизированных рПА - в 21,3 раза через 1,5 месяца; в 5,5 раза - 2 месяца и в 2,3 раза - 2,5 месяца после начала опыта. В сыворотках крови мышей и морских свинок, иммунизированных комплексом препаратом (рПА + ЕА1 + адъювант), определяли также антитела к ЕА1, но с меньшими значениями титров, менее четкой и выраженной динамикой. На следующем этапе сравнивали протективные свойства комплексного препарата и штамма B. anthracis СТИ-1. Значение ЛД50 тест-штамма для линейных мышей, иммунизированных антигенами в сочетании с адъювантом, составило 1,9х105 (39811^1000000) спор; иммунизированных вакцинным штаммом - 3,1х104 (6310^158489) спор; интактных - 5,0х102 (100^2512) спор. Соответственно на модели мышей индекс иммунитета комплексного препарата был 398,2, а индекс иммунитета штамма B. anthracis СТИ-1 - 63,1. В поствакцинальный период среди морских свинок, иммунизированных вакцинным штаммом, регистрировали 20% летальных случаев. Гибели животных от антигенного препарата не наблюдали. Значение ЛД50 тест-штамма в обоих случаях было 3,1х107 спор при 100% выживаемости животных. Вместе с тем, для интактных биомоделей данный показатель равнялся 3,1х102 (63^1585) спор. Следовательно, на модели морских свинок индек- Рис. 2. Динамика титров анти-ПА антител в сыворотках мышей линии BALB/c (круг) и морских свинок (треугольник), иммунизированных двукратно рПА (линии) или однократно штаммом СТИ-1 (пунктирные) - средние значения данных от 5 и 3 особей, соответственно. сы иммунитета комплексного препарата и вакцинного штамма B. anthracis СТИ-1 были одинаково высокими - 100072,0. Для исключения повреждающего действия основных компонентов прототипа химической вакцины на иммунную систему лабораторных животных проводили оценку апоп-тотической и пролиферативной активности лимфоцитов органов центрального и периферического иммуногенеза. Мышей иммунизировали однократно рПА или ЕА1 без адъюванта. Пробы тимуса и селезенки забирали через 4 часа, на 1, 3, 7 и 14 сутки после иммунизации. Во все сроки наблюдения апоптотическая и пролиферативная активность клеток тимуса существенно не отличалась от контрольных показателей. На 7 и 14 сутки регистрировали небольшое повышение пролиферативной активности спленоцитов мышей, иммунизированных рПА. Количество лимфоцитов в состоянии пролифирации увеличивалось до 33,7±1,6 при значении 27,7±1,6% в контрольных пробах. В свою очередь, введение ЕА1 сопровождалось некоторым увеличением числа апоптотических клеток селезенки на 7 сутки после иммунизации - 3,7±0,5 при 27,7±1,6% в контрольных образцах. Тем не менее, к концу срока наблюдения данный показатель возвращался к исходному значению - 2,8±0,3%. В продолжение всего эксперимента индекс соотношения клеток тимуса и селезенки в стадии апоптоза и пролиферации находился в пределах от 0,09 до 0,29. Анализ токсичности рПА и ЕА1 в условиях in vivo осуществляли на модели мышей и морских свинок. Животным вводили иммунизирующую дозу антигена или дозу, превышающую ее в 2, 4 и 5 раз (без адъюванта). Гибели иммунизированных животных ни от одной из тестированных доз зафиксировано не было. Визуально и пальпаторно изменений в месте введения препаратов не обнаруживали. В течение всего периода наблюдения (7 суток) масса тела животных изменялась только в сторону увеличения ввиду естественного роста. При вскрытии умерщвленных лабораторных животных отсутствовали грубые патологические изменения. Для патоморфологического исследования морским свинкам вводили комплекс рПА с ЕА1 в дозах, в 2 раза превышающих иммунизирующие (без адъюванта). Тестируемый препарат не приводил к гибели биомоделей и не влиял на их общее состояние. На протяжении периода наблюдения (27 суток) не отмечали снижения массы тела ни у одного из животных. При патологоанатомическом исследовании не было выявлено грубых морфологических изменений, резкого нарушения кровенаполнения сосудов, ярко выраженных проявлений дистрофии и инфильтративных процессов. В месте введения препарата в первые сутки отмечали незначительный отек подкожной клетчатки и очаговую инъекцию сосудов. При гистологическом исследовании на фоне умеренного отека и очагового полнокровия сосудов подкожной клетчатки выявляли небольшие участки лимфоцитарной инфильтрации дермы. Однако на 3 сутки макроскопических и микроскопических изменений в области инъекции зарегистрировано не было. Стресс-реакция организма на введение белковых антигенов заключалась, в частности, в некотором снижении массы надпочечников в течение первых 3 суток. При гистологическом исследовании отмечали умеренное расширение пучковой зоны с изменением ядерно-цитоплазматического соотношения у отдельных клеток, очаговое опустошение клеток клубочковой зоны и некоторое снижение феохромии мозгового вещества. При гистологическом исследовании проб, взятых от иммунизированных животных с 1 по 7 сутки, регистрировали признаки умеренного функционального напряжения клеток паренхимы печени, почек и кардиомиоцитов на фоне очагового полнокровия сосудов. В ранние сроки (до 3 суток) в печени опытных морских свинок отмечали умеренный застой в системе циркуляции и оттока крови, а также функциональное напряжение светлых ге-патоцитов центра печеночных долек. К 7 суткам функциональное состояние органа у иммунизированных и неиммунизированных животных достоверно не отличалось. В течение всего периода наблюдения в пробах от морских свинок, получивших антигенный препарат, количество клеток Купфера было в 2 раза больше контрольных значений. Изменения со стороны гломерулярного аппарата почек характеризовались умеренным полнокровием капиллярных петель сосудистых клубочков почечных телец. Патоморфологическое исследование не выявило признаков угнетения функции лимфоидных органов ни в одном случае. На 21 сутки у иммунизированных морских свинок отмечали увеличение массы тимуса и селезенки в 2 раза по сравнению с массой органов у контрольных животных. При гистологическом исследовании регистрировали умеренную гиперплазию фолликулярных структур. К этому же сроку увеличивалась масса региональных лимфатических узлов. Для отдаленных лимфатических узлов отмечали более чем 30-кратное ее превышение по сравнению с контрольными значениями. Тем не менее, к 27 суткам масса лимфоидных органов возвращалась к исходному уровню. В селезенке и лимфатических узлах регистрировали умеренное нарастание пролиферативной активности и изменение клеточного состава органов в период с 3 по 27 сутки. ОБСУЖДЕНИ Е В соответствии с современной концепцией проникновение патогенов в организм контролируется взаимодополняющими звеньями иммунной системы - врожденной и приобретенной. Рецепторы неспецифического иммунитета, включая TLR, распознают консервативные патоген-ассоциированные молекулярные структуры микроорганизма; запускают каскад провоспалительных реакций, направленных на его деструкцию и элиминацию; индуцируют и регулируют развитие адаптивного иммунного ответа [18]. В этой связи, на первом этапе исследования выясняли способность белковых компонентов прототипа химической вакцины активировать рецепторы врожденного иммунитета. Отмечено, что уже через 4 часа после введения мышам рПА или ЕА1 происходит увеличение экспрессии генов TLR 2 и 6 типов. Зафиксированное нами количественное различие ампли-фицированного продукта в пробах от иммунизированных и интактных мышей подтверждает достоверность сделанного вывода. В то же время, данный факт укладывается в представление о том, что эукариотические клетки конститутивно экспрессируют рецепторы врожденного иммунитета на относительно невысоком уровне [12]. Классической составляющей иммунологической оценки прототипов сибиреязвенных вакцин является определение динамики титров антител к ПА в сыворотках иммунизированных экспериментальных животных. В целом при введении рПА биомоделям отмечали более выраженный процесс антителообразования, чем при использовании вакцинного штамма, с достижением максимума анти-ПА антител 1/40000 для мышей и морских свинок, 1/128000 для кроликов. Превышение достигало 30-кратных значений для мышей и морских свинок, 20-кратных для кроликов. Отчасти, это ожидаемая реакция макроорганизма в ответ на введение очищенных иммунногенных антигенов. Однако прослеживающаяся во всех опытах выраженность антителогенеза свидетельствует в пользу способности рПА стимулировать у лабораторных животных адекватный иммунный ответ. Существенно, что спустя 3,5 месяца после начала эксперимента титры антител к ПА в сыворотках иммунизированных рПА мышей и морских свинок оставались на довольно высоком уровне - соответственно 1/5120 и 1/8000. Вместе с тем, для этих же групп животных прослеживалась тенденция к сдвигу сроков достижения максимального уровня антител примерно на месяц. По всей вероятности, это связано с особенностями опыта: дробное с интервалом в 2 недели введение рПА и одномоментное - живой вакцины. Двукратная иммунизация кроликов вакцинным штаммом приводила к резкому «всплеску» образования антител, но в дальнейшем ситуация диаметрально менялась, и через 1,5 - 2,5 месяца отмечали превышение показателей у биомоделей, иммунизированных рПА. Обнаружение в сыворотках крови лабораторных животных, получивших комплексный препарат, значительного количества антител к ЕА1 косвенно подтверждает наличие у белка S-слоя иммуномодулирующего действия. Проведенное исследование позволило установить, что двукратная иммунизация животных комплексным препаратом (рПА + ЕА1 + адъювант) в соответствующих дозах обеспечивает эффективную защиту от заражения тест-штаммом B. anthracis 71/12. Значения ЛД5о тест-заражающего штамма для иммунизированных и интактных морских свинок различались на пять порядков, для иммунизированных и интактных линейных мышей - на два порядка. Индексы иммунитета антигенного препарата и штамма B. anthracis СТИ-1 для конкретного вида лабораторных животных были сопоставимы или равны. В целом полученные результаты свидетельствуют о способности комплексного препарата вызывать формирование адаптивного иммунитета и обеспечивать защиту биомоделей, сопоставимую по уровню с протективностью вакцинного штамма B. anthracis СТИ-1. Антигенный препарат не приводил к гибели морских свинок в поствакцинальный период, чем выгодно отличался от вакцинного штамма. На основании результатов цитоф-луориметрического исследования было установлено, что рПА и белок ЕА1 не индуцируют гибель тимоцитов и спленоцитов по типу апоптоза. Зарегистрированное на 7 и 14 сутки небольшое повышение пролиферативной активности спленоцитов биомоделей, иммунизированных рПА, может быть обусловлено пролиферацией В-клеток и антителопродук-цией. Тот факт, что соотношение лимфоцитов тимуса и селезенки в стадии апоптоза и пролиферации во всех пробах было меньше единицы, свидетельствует об отсутствии повреждающего действия исследуемых антигенов на иммунокомпетентные клетки. Токсичность рПА и ЕА1 in vivo определяли с использованием доз, превышающих иммунизирующие в 2, 4 или 5 раз. Тем не менее, ни в одном случае не отмечали изменения общего состояния экспериментальных животных и их гибели. Выявленные при патоморфологическом и гистологическом исследовании небольшие изменения в органах морских свинок, иммунизированных комплексом рПА и ЕА1, укладывались в картину стресс-реакции макроорганизма на вводимый препарат и были обратимы. Двукратное превышение количества клеток Купфера в тканях печени подтверждало функциональную активацию ретикулоэндотелиальной системы. Реакция иммунокомпетентных органов являлась отражением процессов иммуногенеза. Интересно, что при гистологическом исследовании органов морских свинок, получивших рПА с ЕА1 в дозах, в 2 раза превышающих иммунизирующие, не было выявлено признаков аллергизации организма. Таким образом, осуществлен комплекс экспериментов с использованием трех видов лабораторных животных, позволяющий оценить иммуногенность и безопасность белковых компонентов прототипа химической сибиреязвенной вакцины. На основании полученных результатов установлено, что рПА и ЕА1 индуцируют развитие врожденного иммунитета. Создаваемый ими адаптивный иммунитет характеризуется высокими значениями титров специфических антител и индексов иммунитета. Комплексный препарат по протективным свойствам не уступает вакцинному штамму. В ходе проведенного исследования не было выявлено повреждающего действия рПА и ЕА1 на клетки и ткани макроорганизма. Все вышеизложенное позволяет сделать вывод о перспективности разработки данного препарата в качестве средства специфической профилактики сибирской язвы.

About the authors

N. I Mikshis

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

P. Yu Popova

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

O. M Kudryavtseva

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

A. P Semakova

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

L. V Novikova

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

A. L Kravtsov

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

S. A Bugorkova

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

T. N Schukovskaya

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

Yu. A Popov

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

V. V Kutyrev

Russian Research Institute of Plague Control «Microb», Saratov, Russia

References

Supplementary files