Отправить статью по E-mail Влияние иммуномодуляторов на формирование поствакцинального противохолерного иммунитета
- Авторы: Филиппенко А.В.1, Иванова И.А.1, Омельченко Н.Д.1, Труфанова А.А.1
-
Учреждения:
- Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора
- Выпуск: Том 99, № 1 (2022)
- Страницы: 81-92
- Раздел: ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
- Дата подачи: 10.03.2022
- Дата принятия к публикации: 10.03.2022
- Дата публикации: 10.03.2022
- URL: https://microbiol.crie.ru/jour/article/view/1180
- DOI: https://doi.org/10.36233/0372-9311-188
- ID: 1180
Цитировать
Полный текст
Аннотация
Введение. В связи с остающейся напряжённой ситуацией по холере в мире продолжаются создание профилактических препаратов и разработка способов повышения иммуногенности и протективности уже существующих вакцин против холеры. Сочетанное применение вакцин с иммуномодуляторами и цитокинами успешно применяется для специфической профилактики различных инфекций, в том числе и особо опасных.
Цель работы — экспериментальное изучение влияния иммуномодуляторов на иммуногенную и протективную активность вакцины холерной бивалентной химической с целью оценки возможности их использования для совершенствования специфической профилактики холеры.
Материалы и методы. Оценивали показатели клеточного и гуморального местного и системного иммунного ответа у экспериментальных животных, вакцинированных и получавших иммунотерапию, а также влияние иммуномодуляторов на протективную активность антигенов, входящих в состав вакцины холерной бивалентной химической.
Результаты. В ходе исследований выявлено, что применение иммуномодуляторов совместно с вакциной приводит к увеличению иммуногенных свойств антигенов. Иммуномодуляторы стимулируют дифференциацию CD4⁺-лимфоцитов, обеспечивая развитие иммунного ответа преимущественно по гуморальному пути, увеличивают количество В-лимфоцитов, антигенспецифических антителообразующих клеток, секреторного иммуноглобулина А в кишечнике вакцинированных экспериментальных животных. Иммуномодулятор глюкозаминилмурамилдипептид повышает протективные свойства антигенов, входящих в состав вакцины химической холерной бивалентной. Он наиболее эффективно защищал животных от генерализованной холеры.
Заключение. Использование иммуномодуляторов при противохолерной вакцинации, особенно глюкозаминилмурамилдипептида, может являться одним из подходов к совершенствованию специфической профилактики холеры.
Ключевые слова
Полный текст
Введение
Продолжительные эпидемии, появление новых штаммов, вызывающих тяжёлые клинические формы, привлекают внимание медицинских кругов к проблеме совершенствования экстренной, специфической и неспецифической профилактики холеры. В России вакцинация против холеры включена в календарь профилактических прививок по эпидемическим показаниям. На базе Российского научно-исследовательского противочумного института «Микроб» Роспотребнадзора производят лицензированную на национальном уровне вакцину таблетированную холерную бивалентную химическую [1]. Вакцина формирует иммунный ответ к возбудителю холеры, относящемуся к 01 серогруппе, который сохраняется у привитых не более 6 мес. Из-за напряжённой эпидемиологической обстановки в мире по холере назрела потребность в усовершенствовании существующей противохолерной вакцины, а также в создании новых современных безопасных химических отечественных вакцин против Vibrio choleraе 01 и 0139 серогрупп [1]. Кроме того, необходимо учитывать, что эффективность вакцинации зависит не только от качества и особенностей используемых вакцин, но и от особенностей генотипа индивидуума, поэтому создание профилактических препаратов со стимулирующими компонентами позволит повысить их иммуногенность целенаправленным действием на иммунную систему организма [2].
Для увеличения иммуногенности различных антигенов, формирования полноценного иммунного ответа на вакцины и предотвращения развития поствакцинальных осложнений с успехом применяются цитокины и иммуномодуляторы.
Из литературы известно о положительных результатах применения иммуномодуляторов для совершенствования специфической и экстренной профилактики особо опасных инфекций. Так, доказана целесообразность введения глюкозаминилмурамилдипептид (ГМД) [3] и сальмозана [4] в схему экстренной и специфической профилактики сибиреязвенной инфекции. Показано повышение эффективности антибактериальной терапии при острой инфекции Burkholderia рseudomallei с помощью применения интерферона-γ [5][6]. Включение имунофана в схему экстренной профилактики экспериментального мелиоидоза антибиотиком доксициклином повышало выживаемость и среднюю продолжительность жизни животных [7]. Сочетанное использование рекомбинантных цитокинов и мелиоидозных антигенов стимулировало макрофагально-фагоцитарную систему и показатели клеточного и гуморального иммунитета [8]. Показано также, что введение при первичной и вторичной иммунизации липосомальными мелиоидозными антигенами цитокинов (интерферона-γ и интерлейкина-2) и препарата бестим обеспечивало более высокий уровень реагирования систем клеточного иммунитета и увеличение иммуногенных и протективных свойств антигенов [9][10]. Н.В. Богачева и соавт. выявили, что ГМД стимулировал клеточное звено иммунитета у вакцинированных живой бруцеллезной вакциной экспериментальных животных, существенно уменьшая сенсибилизацию организма. При этом риск развития побочных реакций и осложнений значительно снижался [11], защитный эффект вакцины повышался даже при заражении высокой дозой вирулентного штамма возбудителя [11]. Использование азоксимера бромида (АБ) при моделировании противотуляремийного вакцинного процесса приводило к увеличению титров специфических антител на фоне длительной активации спленоцитов и пониженной интенсивности повреждения макрофагов в селезёнке и брюшной полости [12]. Зарубежные исследователи получили положительные результаты при использовании интерлейкина-12 для совершенствования как специфической [13], так и экстренной профилактики легочной туляремии [14]. Применение в качестве адъюванта интерлейкина-12 также оказалось перспективным и при экспериментальной лёгочной чуме у иммунизированных мышей [15]. Показана адъювантная способность препарата беталейкина (рекомбинантного интерлейкина-1β) и АБ в отношении иммуногенной и протективной активности живой противочумной вакцины в опытах на взрослых кроликах и морских свинках [16][17]. Полученные С.Н. Клюевой и соавт. данные свидетельствуют об эффективности АБ во время вакцинации (ревакцинации) против чумы [18]. АБ и даларгин усиливают протективные свойства вакцинного штамма чумного микроба (Yersinia pestis EV), что свидетельствует о целесообразности применения иммуноадъювантов в схеме специфической и экстренной профилактики чумы [19].
Все вышеизложенное свидетельствует об эффективности применения цитокинов и иммуномодуляторов при профилактике особо опасных инфекций. Подход с использованием комплекса вакцины и иммуномодулирующих препаратов может быть также полезен для совершенствования специфической профилактики холеры. Препараты, обладающие иммуномодулирующим действием на формирование поствакцинального противохолерного иммунитета, должны стимулировать как местный, так и системный иммунный ответ.
Цель работы — изучение влияния иммунопрепаратов на формирование клеточного и гуморального иммунных ответов на вакцину холерную бивалентную химическую у экспериментальных животных.
Материалы и методы
В работе были использованы беспородные белые мыши массой 16–20 г в возрасте 6–10 нед, полученные из питомника Ростовского-на-Дону противочумного института Роспотребнадзора.
Пероральную иммунизацию беспородных белых мышей проводили с помощью хирургических игл с насаженными на них полиэтиленовыми оливами. Перед иммунизацией экспериментальных животных поили 5% раствором пищевой соды (по 0,1 мл) для снижения повреждающего действия желудочного сока на противохолерную вакцину. Прививочную дозу рассчитывали согласно массе вакцинируемых животных, исходя из человеко-дозы, рекомендованной производителем.
Использовали следующие иммуномодуляторы: АБ, натрия дезоксирибонуклеат (НД), ГМД (все — производства России).
Иммуномодуляторы вводили однократно одновременно с вакциной: АБ — по 1,7 мкг; НД — по 20,0 мкг; ГМД — по 2,85 мкг. Дозу препаратов также рассчитывали, исходя из человеко-дозы, рекомендованной производителем. Животные контрольных групп (интактные) не получали никаких препаратов.
Оценку влияния иммунокоррекции на формирование противохолерного иммунного ответа проводили на 1, 2 и 3-й неделе поствакцинального периода.
Спленоциты получали путём мягкой деструкции селезёнок в гомогенизаторе типа Даунса в забуференном фосфатами физиологическом растворе. Клетки дважды отмывали центрифугированием при 1000 об/мин в течение 7–10 мин. Жизнеспособность спленоцитов определяли в автоматическом счётчике клеток «Countess™», окрашивая их 0,2% трипановым синим. Суспензия содержала 90–96% жизнеспособных лимфоцитов (Лф).
Пейеровы бляшки (ПБ) выделяли в стерильных условиях в ламинарном укрытии. Мышей подвергали эвтаназии, соблюдая правила гуманного обращения с экспериментальными животными. Для стерильного выделения кишечника осуществляли разрез кожи и после вскрытия брюшной полости извлекали участок тонкой кишки, ограниченный двумя лигатурами длиной 15 см. Затем выделенные фрагменты 3 раза промывали шприцем, разрезали, фиксировали на стерильном деревянном столике и выделяли ПБ, имевшие вид мелких белесоватых крупинок. В промывных водах определяли секреторный иммуноглобулин А (sIgA). Выделенные ПБ помещали в охлаждённую до 4ºС культуральную среду RPMI-1640, измельчали путём мягкой деструкции в гомогенизаторе типа Даунса. Клеточную суспензию набирали в 10 мл шприц (игла № 16), переносили в центрифужные пробирки объёмом 20 мл на слой градиента фиколл-верографин (d = 1,077 г/л) и центрифугировали в течение 5 мин при 1000 об/мин. Клетки из интерфазы трижды отмывали охлаждённой средой путём центрифугирования при 1000 об/мин в течение 7–10 мин, суспендировали в среде с 10% эмбриональной телячьей сыворотки. Затем отбирали аликвоту для подсчёта клеток и определения их жизнеспособности с помощью окрашивания 0,2% трипановым синим в автоматическом счетчике клеток «Countess™». Приготовленная таким способом суспензия клеток содержала 96–98% жизнеспособных Лф.
Популяции и субпопуляции Лф определяли с помощью моноклональных антител к CD3+, CD4+, CD8+, CD19+ мыши («eBioscience», США). Спленоциты и Лф ПБ окрашивали моноклональными антителами согласно инструкции производителя и анализировали на проточном цитометре «Navios™» («Beckman Coulter»).
Определение общего количества антителообразующих клеток (АОК) осуществляли с помощью метода иммуноферментных зон ELISPOT [20].
Определение количества sIgA проводили в промывных водах тонкого кишечника мышей с помощью набора «Enzyme-linked immunosorbent assay kit for sIgA» («Cloud-Clone Corp.») согласно инструкции производителя. Количество sIgA оценивали на многофункциональном ридере «Synergy™2» («BioTek Instruments Inc.»).
Способность иммуномодуляторов повышать протективную активность холерной вакцины оценивали, заражая животных через месяц вирулентным штаммом Vibrio cholerae О1 569В. В работе использовали модель генерализованной формы холеры у мышей, которая применяется для определения иммуногенности вакцин и оценки эффективности антибиотикотерапии при холере. Культуру выращивали при 37ºС в течение 18 ч и готовили 1 млрд взвесь в забуференном фосфатами физиологическом растворе по стандарту мутности. Агар Нобля («Difco») растворяли в дистиллированной воде, кипятили в течение 30 мин на водяной бане при постоянном помешивании, охлаждали до 45ºС и соединяли с 1 млрд взвесью культуры в соотношении 1 : 1 до конечной концентрации агара 0,2%. Полученной взвесью V. cholerae О1 569В в агаризированном забуференном физиологическом растворе заражали белых мышей внутрибрюшинно в дозе 2 × 108 микробных клеток в объёме 0,2 мл. О развитии генерализованной инфекции у белых мышей судили по количеству павших животных на 3-и сутки после заражения при 100% гибели контрольных (интактных) мышей в течение 1 сут.
При работе с экспериментальными животными руководствовались международными принципами, изложенными в «Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов и других научных целей» ETS № 123 (Страсбург, 1986), Приказом Минздрава России от 01.04.2016 № 199Н «Об утверждении Правил надлежащей лабораторной практики», на все эксперименты получено положительное заключение Этического комитета при Ростовском-на-Дону противочумном институте Роспотребнадзора.
Статистический анализ материалов осуществляли с помощью программ «Мicrosoft Ехсеl 2010» и «StatSoft». Определяли значения доверительных интервалов (L) среднеарифметического (М) для уровня достоверности (р) 95%. Достоверность различий определяли по t-критерию Стьюдента. Уровень р < 0,05 расценивали как значимый.
Результаты
При исследовании влияния вакцинации на популяционный состав Т-Лф селезенки и ПБ выявлено достоверное (р < 0,05) увеличение числа CD3+-Лф селезёнки по сравнению с интактными животными (62,00 ± 1,68 и 57,00 ± 1,38 соответственно), а также Т-клеток ПБ (62,0 ± 1,6 и 54,0 ± 1,8 соответственно) с 7-х суток поствакцинального периода.
АБ, ГМД и НД стимулировали пролиферацию Т-Лф в селезёнке животных опытных групп (66,0 ± 1,6; 64,00 ± 1,24 и 65 ± 1,34 соответственно) по сравнению с вакцинированными мышами (60,00 ± 1,36) с конца 1-й недели поствакцинального периода (рис. 1, а) и до конца срока наблюдения (70,00 ± 1,68; 66,0 ± 1,7; 68,00 ± 1,34 соответственно).
Рис. 1. Влияние АБ, ГМД и НД на количество CD3+-Лф (%) в селезёнке (а) и ПБ (б) вакцинированных белых мышей. 1 — контроль; 2 — вакцина; 3 — вакцина + АБ; 4 — вакцина + ГМД; 5 — вакцина + НД. *р < 0,05 по сравнению с вакцинированными мышами (t-критерий Стьюдента).
Fig. 1. Effect of azoximer bromide, glucosaminylmuramyl dipeptide, and sodium deoxyribonucleate on the number of CD3+-lymphocytes in the spleen (а) and in the Peyer plaques (b) of vaccinated white mice. 1 — control; 2 — vaccine; 3 — vaccine + azoximer bromide; 4 — vaccine + glucosaminylmuramyl dipeptide; 5 — vaccine + sodium deoxyribonucleate. *p < 0.05 compared to vaccinated mice (Student's t-test).
Применение иммуномодуляторов вызывало достоверное (р < 0,05) увеличение количества CD3+-Лф в ПБ вакцинированных животных, регистрируемое на 7-е сутки наблюдения (69,0 ± 1,8; 67,0 ± 1,5 и 68,0 ± 1,4 соответственно) по сравнению с этими показателями белых мышей, получивших только вакцину (62,0 ± 1,6) (рис. 1, б). Такая же тенденция наблюдалась нами и в течение 3-й недели эксперимента (74,0 ± 1,8; 67,0 ± 1,7 и 70,0 ± 1,4 соответственно).
При определении количества В-Лф у вакцинированных белых мышей выявлено усиление их пролиферации на 1-й неделе в селезёнке (18,00 ± 1,36) и ПБ (19,0 ± 1,6) и до конца 3-й недели поствакцинального периода — в селезёнке (20,0 ± 1,7) и ПБ (21,0 ± 1,7), по сравнению с интактными животными (14,00 ± 1,02 и 14,0 ± 1,2 соответственно).
У животных опытных групп, получавших при вакцинации АБ, ГМД и НД, с конца 1-й недели наблюдения регистрировали значительное увеличение количества CD19+-Лф как в селезёнке (29,00 ± 1,36; 24,00 ± 1,02 и 26,00 ± 1,68 соответственно), так и в ПБ (29,0 ± 1,3; 24,0 ± 1,2 и 26,0 ± 1,6 соответственно) по сравнению с группой вакцинированных мышей (18,00 ± 1,36 и 19,0 ± 1,6 соответственно) (рис. 2). В конце эксперимента наблюдалась такая же тенденция. При этом АБ, по сравнению с другими иммуномодуляторами, в несколько большей степени (р < 0,05) стимулировал пролиферацию В-клеток в ПБ (29,0 ± 1,4; 25,00 ± 1,06 и 25,0 ± 1,1 соответственно) и в селезёнке (30,00 ± 1,04; 25,00 ± 1,08 и 26,0 ± 1,0 соответственно).
Рис. 2. Влияние АБ, ГМД и НД на содержание В-Лф в селезёнке (а) и ПБ (б) вакцинированных белых мышей. 1 — контроль; 2 — вакцина; 3 — вакцина + АБ; 4 — вакцина + ГМД; 5 — вакцина + НД. *р < 0,05 по сравнению с вакцинированными мышами (t-критерий Стьюдента).
Fig. 2. Comparative assessment of the effect of azoximer bromide, glucosaminylmuramyl dipeptide, and sodium deoxyribonucleate on the number of B-lymphocytes in the spleen (а)
and in the Peyer plaques (b) of vaccinated white mice. 1 — control; 2 — vaccine; 3 — vaccine + azoximer bromide; 4 — vaccine + glucosaminylmuramyl dipeptide; 5 — vaccine + sodium deoxyribonucleate.
*p < 0.05 compared to vaccinated mice (Student's t-test).
При изучении субпопуляционного состава Т-Лф селезенки и ПБ у вакцинированных экспериментальных животных установлено увеличение числа CD4+-Лф в селезёнке (30,00 ± 1,36) и в ПБ (33,0 ± 1,6) уже с 7-х суток поствакцинального периода по сравнению с контрольными мышами (25,0 ± 1,4 и 25,00 ± 1,04 соответственно) (рис. 3). Применение всех иммуномодуляторов при вакцинации стимулирует, начиная с 7-х суток, этот процесс в селезёнке (36,00 ± 1,02; 34,00 ± 1,04 и 35,0 ± 1,7 соответственно), сохраняя пролиферацию Т-хелперов на высоком уровне по сравнению с группой вакцинированных животных (3,30 ± 1,06) до конца срока наблюдения (42,0 ± 1,2; 39,00 ± 1,72 и 39,0 ± 1,4 соответственно).
В ПБ иммуномодуляторы увеличивали, по сравнению с группой вакцинированных животных (33,0 ± 1,3), пролиферацию Т-хелперов, начиная с 14-х суток (46,0 ± 1,6; 39,0 ± 1,2 и 40,0 ± 1,3 соответственно) и до конца 3-й недели поствакцинального периода (44,0 ± 1,2; 40,0 ± 1,7 и 41,0 ± 1,4 соответственно). Особенно стимулирует этот процесс АБ (рис. 3).
Рис. 3. Влияние АБ, ГМД и НД на содержание CD4+-Лф в селезёнке (а) и в ПБ (б) вакцинированных белых мышей. 1 — контроль; 2 — вакцина; 3 — вакцина + АБ; 4 — вакцина + ГМД; 5 — вакцина + НД. *р < 0,05 по сравнению с вакцинированными мышами (t-критерий Стьюдента).
Fig. 3. Comparative assessment of the effect of azoximer bromide, glucosaminylmuramyl dipeptide, and sodium deoxyribonucleate on the number of B-lymphocytes in the spleen (а)
and in the Peyer plaques (b) of vaccinated white mice. 1 — control; 2 — vaccine; 3 — vaccine + azoximer bromide; 4 — vaccine + glucosaminylmuramyl dipeptide; 5 — vaccine + sodium deoxyribonucleate.
*p < 0.05 compared to vaccinated mice (Student's t-test).
Оценка влияния иммуномодуляторов на пролиферативную активность субпопуляции CD8+-Лф вакцинированных белых мышей не выявила достоверного увеличения их количества у всех опытных групп животных по сравнению с контрольной группой.
Определение количества АОК у экспериментальных животных показало, что вакцинация запускает процесс образования этих клеток в ПБ белых мышей. Уже на 3-и сутки после иммунизации количество АОК возрастало (43,0 ± 2,1) по сравнению с контрольными (интактными) животными, у которых эти клетки не регистрировались.
Результаты исследований показали, что у всех иммунизированных животных, получавших иммунопрепараты, статистически достоверно (р < 0,05) увеличивалось количество антигенспецифических АОК уже на 1-й неделе поствакцинального периода (77,0 ± 2,3; 60,0 ± 2,8 и 58,0 ± 2,0 соответственно) по сравнению с вакцинированными мышами (43,0 ± 2,1) (рис. 4). Значительное увеличение антигенспецифических АОК под влиянием иммуномодуляции, по сравнению с вакцинированными мышами (93,0 ±1,8), регистрировали с 7-х суток после вакцинации (193,0 ± 3,1; 135,0 ± 2,3 и 108,0 ± 2,7 соответственно), особенно под влиянием АБ. К 21-м суткам количество АОК при применении АБ оставалось достоверно выше (385,0 ± 7,1), чем у мышей, получавших ГМД и НД (355,0 ± 7,6 и 339,0 ± 8,4 соответственно) и вакцинированных (295,0 ± 10,1), что свидетельствовало о формировании большего количества клеток иммунологической памяти.
Рис. 4. Влияние АБ, ГМД и НД на количество АОК в ПБ вакцинированных белых мышей. 1 — вакцина; 2 — вакцина + АБ; 3 — вакцина + ГМД; 4 — вакцина + НД. *р < 0,05 по сравнению с вакцинированными мышами (t-критерий Стьюдента).
Fig. 4. Comparative assessment of the effect of azoximer bromide, glucosaminylmuramyl dipeptide, and sodium deoxyribonucleate on the number of antibody-forming cells in the Peyer plaques of vaccinated white mice. 1 — vaccine; 2 — vaccine + azoximer bromide; 3 — vaccine + glucosaminylmuramyl dipeptide; 4 — vaccine + sodium deoxyribonucleate. *p < 0.05 compared to vaccinated mice (Student's t-test).
При оценке антителообразования в тонком кишечнике белых вакцинированных мышей установлено, что вакцинация уже на 7-е сутки стимулирует у них продукцию sIgA (6,2 ± 0,4) (рис. 5) по сравнению с интактными животными (4,0 ± 0,5). У иммунизированных мышей, получавших иммуномодуляторы, синтез sIgA идёт более интенсивно с начала (9,50 ± 0,18; 8,30 ± 0,11 и 7,50 ± 0,15) и до окончания наблюдения (12,5 ± 0,6; 9,2 ± 0,3 и 8,2 ± 0,5) по сравнению с группой вакцинированных животных (6,2 ± 0,4 и 6,9 ± 0,8), что свидетельствует о положительном влиянии иммуномодуляции на этот процесс. Наибольшее количество sIgA зарегистрировано у мышей, получавших АБ.
Рис. 5. Влияние АБ, ГМД и НД на продукцию sIgA в кишечнике вакцинированных белых мышей. 1 — контроль; 2 — вакцина; 3 — вакцина + АБ; 4 — вакцина + ГМД; 5 — вакцина + НД. *р < 0,05 по сравнению с вакцинированными мышами (t-критерий Стьюдента).
Fig. 5. Comparative assessment of the effect of azoximer bromide, glucosaminylmuramyl dipeptide, and sodium deoxyribonucleate on sIgA production in the intestines of vaccinated white mice.
1 — control; 2 — vaccine; 3 — vaccine + azoximer bromide; 4 — vaccine + glucosaminylmuramyl dipeptide; 5 — vaccine + sodium deoxyribonucleate. *p < 0.05 compared to vaccinated mice (Student's t-test).
Результаты экспериментов по изучению влияния иммуномодуляторов на способность вакцины защищать мышей от генерализованной холеры показали, что из всех препаратов наибольшей стимулирующей активностью обладали ГМД (выжили 100% вакцинированных животных) и АБ (остались живы около 90% мышей; таблица), что достоверно превышало количество выживших вакцинированных животных (р = 0,0001 и p = 0,024 соответственно). У животных, получавших НД, генерализованная холера не развилась примерно у 80% мышей, что соответствовало количеству выживших вакцинированных животных (р > 0,05). Интактные мыши контрольной группы погибли.
Оценка способности АБ, ГМД и НД повышать протективные свойства противохолерной вакцины на модели генерализованной холерной инфекции у белых мышей
Evaluation of the ability of azoximer bromide, sodium deoxyribonucleate, glucosaminylmuramyl dipeptide to increase the protective properties of the cholera vaccine on a model of generalized cholera infection in white mice
Группа животных Animal group | Количество заражённых животных Number of infected animals | Количество выживших животных после заражения V. cholerae 01 569В Number of surviving animals after infection with V. cholerae cholerae 569B | Протективность, % Protectivity, % |
Контрольные Control | 30 | 0 | - |
Вакцинированные Vaccinated | 30 | 21,00 ± 1,65 | 70,0 ± 5,5* |
Вакцинированные + АБ Vaccinated + azoximer bromide | 30 | 27,0 ± 2,0 | 90,0 ± 6,7*+ |
Вакцинированные + НД Vaccinated + sodium deoxyribonucleate | 30 | 24,00 ± 1,23 | 80,0 ± 4,1* |
Вакцинированные + ГМД Vaccinated + glucosaminylmuramyl dipeptide | 30 | 30,00 ± 0,00 | 100*+ |
Примечание. *p < 0,05 по сравнению с интактными животными;+p < 0,05 по сравнению с вакцинированными животными.
Note. *p < 0.05 compared to intact animals; +p < 0.05 compared to vaccinated animals.
Обсуждение
При некоторых опасных инфекционных болезнях проводится вакцинация по медицинским показаниям, т.е. вакцинируются люди, подверженные риску в тех регионах, где могут встречаться социально значимые инфекции. Многочисленные наблюдения демонстрируют, что среди контингента прививаемых есть слабо реагирующие или не отвечающие на вакцину. Кроме того, у лиц с хроническими заболеваниями напряжённость поствакцинального иммунного ответа может быть ниже, чем у практически здоровых лиц, что обусловливает необходимость применения особых подходов к вакцинации против инфекционных болезней [21]. Использование цитокинов, иммуномодуляторов при вакцинации повышает иммуногенность и протективность вакцин и предотвращает развитие вторичных иммунодефицитных состояний [22][23].
В России лицензирована и производится одна противохолерная вакцина — вакцина таблетированная холерная бивалентная химическая (РосНИПЧИ «Микроб» Роспотребнадзора). Она состоит из смеси холерогена-анатоксина и О-антигенов, полученных из инактивированных формалином бульонных культур V. cholerae O1 классического биовара штаммов 569В или КМ76 серовара Инаба и М41 серовара Огава [1], что обеспечивает формирование иммунитета к обоим сероварам холерных вибрионов, который сохраняется около 6 мес [24].
Учитывая положительные результаты, полученные при использовании иммуномодулирующих препаратов для повышения эффективности вакцинации других особо опасных инфекций [3–5][8–19], мы отобрали иммуномодуляторы, использование которых может быть эффективным для совершенствования специфической профилактики холеры. Эти препараты должны обладать комплексным иммуномодулирующим действием как на системный, так и на местный иммунитет, поэтому мы остановили свой выбор на трех иммуномодуляторах. АБ (сополимер N-окси-1,4-этиленпиперазина и N-карбокси-1,4-этиленпиперазин бромида) стимулирует продукцию антител, фагоцитоз, восстанавливает иммунные реакции при вторичных иммунодефицитных состояниях, увеличивает резистентность организма в отношении локальных и генерализованных инфекций, обладает противовоспалительным действием и т.д. НД (натриевая соль дезоксирибонуклеиновой кислоты) повышает сопротивляемость к вирусным, грибковым, бактериальным инфекциям, а также стимулирует репаративные процессы на слизистых оболочках. ГМД (синтетический аналог структурного фрагмента оболочки — пептидогликана бактериальных клеток) является активатором врождённого и приобретённого иммунитета, усиливает защиту организма от вирусных, бактериальных и грибковых инфекций, оказывает адъювантный эффект в развитии иммунологических реакций.
В процессе формирования поствакцинального иммунитета происходит перераспределение популяций и субпопуляций Лф, поэтому мы изучили влияние иммунопрепаратов на количественный и качественный состав спленоцитов и Лф ПБ вакцинированных белых мышей.
Выявлено, что сочетанное применение иммуномодуляторов и вакцины приводило к увеличению, по сравнению с контрольными и вакцинированными животными, числа CD3+-Лф и В-клеток селезёнки и ПБ на 1-й неделе поствакцинального периода. Этот эффект регистрировался до конца срока наблюдения. Также иммуномодуляторы оказывали стимулирующее действие на субпопуляцию Т-хелперов, сохраняя до конца 3-й недели их количество на уровне, превышающем таковой у контрольных и вакцинированных белых мышей.
Интенсивность формирования гуморального иммунного ответа основывается на анализе количества антигенспецифических АОК, синтезирующих иммуноглобулины. Под действием иммуномодуляторов, особенно АБ, у животных всех опытных групп регистрировалось увеличение числа АОК в ПБ по сравнению с вакцинированными животными.
В настоящее время не вызывает сомнений, что эффективность защиты от холеры связана с формированием напряжённого иммунитета слизистых оболочек, ведущую роль в котором играют IgА. Дефицит IgА приводит к беспрепятственному проникновению вирусов и бактериальных антигенов, в том числе холерного вибриона, в слизистые оболочки. При оценке влияния иммуномодуляторов на продукцию sIgA в кишечнике вакцинированных белых мышей выявлено, что во все сроки наблюдения этот процесс идёт более интенсивно у животных, получавших иммунотерапию, особенно АБ, чем у вакцинированных белых мышей.
Таким образом, применение иммуномодуляторов повышает иммуногенные свойства вакцины холерной бивалентной химической.
Протективные свойства антигенов, входящих в состав противохолерной вакцины, наиболее эффективно стимулировал ГМД, который защищал от генерализованной холеры всех взятых в эксперимент вакцинированных животных. Высокая эффективность ГМД при заражении животных может быть связана с его структурой. ГМД имитирует естественный процесс обнаружения фрагментов пептидогликана бактерий, поэтому действие препарата в наибольшей степени приближено к процессу естественной иммунорегуляции. Кроме этого, мурамилдипептиды обладают адъювантной активностью [25]. Повышение иммуногенной и протективной активностей холерной вакцины за счёт сочетанного применения её с иммуномодуляторами, особенно с ликопидом, может являться одним из подходов к совершенствованию специфической профилактики холеры.
Выводы
- Сочетанное применение иммуномодуляторов и вакцины приводит к увеличению, по сравнению с контрольными и вакцинированными животными, числа CD3+-Лф и В-клеток селезёнки и ПБ уже на 1-й неделе поствакцинального периода.
- Иммуномодуляторы стимулируют пролиферацию Т-хелперов, сохраняя их количество на уровне, превышающем таковой у контрольных и вакцинированных белых мышей, до конца срока наблюдения.
- Под действием иммуномодуляторов у животных всех опытных групп регистрируется увеличение числа АОК в ПБ.
- При оценке продукции sIgА в кишечнике вакцинированных белых мышей выявлено, что во все сроки наблюдения этот процесс идет более интенсивно у животных, получавших иммунотерапию.
- Протективные свойства противохолерной вакцины наиболее эффективно стимулирует ГМД, который защищает от генерализованной холеры всех взятых в эксперимент вакцинированных животных.
Об авторах
А. В. Филиппенко
Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора
Автор, ответственный за переписку.
Email: filippenko.annushka@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1103-4244
Филиппенко Анна Владимировна — м.н.с. лаб. иммунологии особо опасных инфекций,
Ростов-на-Дону
РоссияИ. А. Иванова
Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора
Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-7068-4071
Иванова Инна Александровна — к.б.н., в.н.с. с врио зав. лаб. иммунологии особо опасных инфекций,
Ростов-на-Дону
РоссияН. Д. Омельченко
Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора
Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-5208-7724
Омельченко Наталья Дмитриевна — к.м.н., старший научный сотрудник лаб. иммунологии особо опасных инфекций,
Ростов-на-Дону
РоссияА. А. Труфанова
Ростовский-на-Дону противочумный институт Роспотребнадзора
Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-4770-5994
Труфанова Анастасия Александровна — м.н.с. лаб. иммунологии особо опасных инфекций,
Ростов-на-Дону
РоссияСписок литературы
- Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., Щуковская Т.Н., Смирнова Н.И., Никифоров А.К., Еремин С.А. и др. Специфическая профилактика холеры в современных условиях. Проблемы особо опасных инфекций. 2011; (1): 5–12. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2011-1(107)-5-12
- Петров Р.В., Хаитов Р.М. Иммуногены и вакцины нового поколения: руководство. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2011.
- Коготкова О.И., Буравцова Н.П., Ефременко Е.И., Ефременко В.И., Аксенова Л.Ю. Сочетанное применение в эксперименте живой противосибиреязвенной вакцины СТИ с ликопидом. Иммунология. 2004; 25(2): 109–11.
- Пименов Е.В., Кожухов В.В., Строчков Ю.И. Создание вакцин против сибирской язвы. Природа. 2000; (10): 12–9.
- Lauw F.N., Simpson A.J., Prins J.M., van Deventer S.J., Chaowagul W., White N.J., et al. The CXC chemokines gamma interferon (IFN-gamma) – inducible protein 10 and monokine induced by IFN-gamma are released during severe melioidosis. Infect. Immun. 2000; 68(7): 3888–93. https://doi.org/10.1128/iai.68.7.3888-3893.2000
- Propst K.L., Troyer R.M., Kellihan L.M., Schweizer H.P., Dowet S.W. Immunotherapy markedly increases the effectiveness of antimicrobial therapy for treatment of Burkholderia pseudomallei infection. Antimicrob. Agents Chemother. 2010; 54(5): 1785–92. https://doi.org/10.1128/AAC.01513-09
- Хабарова И.А., Жукова С.И., Ротов К.А., Снатенков Е.А., Топорков А.В., Викторов Д.В. Экстренная профилактика экспериментального мелиоидоза с использованием синтетических иммуномодуляторов и гетерологичных вакцин. Вестник Российского университета дружбы народов. Серия: Медицина. 2018; 22(3): 340–50. https://doi.org/10.22363/2313-0245-2018-22-3-340-350
- Жукова С.И., Демьянова О.Б., Алексеев В.В., Авророва И.В., Храпова Н.П., Дрефс Н.М. и др. Использование цитокинов для усиления иммуногенных и иммунотропных свойств антигенов Burkholderia pseudomallei. Иммунопатология, аллергология, инфектология. 2011; (1): 43–8.
- Жукова С.И., Демьянова О.Б., Авророва И.В., Занкович А.А., Алексеев В.В., Храпова Н.П. и др. Способ повышения иммуногенности антигенов B. pseudomallei при экспериментальном мелиоидозе. Патент РФ № 2483752C1; 2013.
- Демьянова О.Б., Жукова С.И., Занкович А.А., Храпова Н.П., Ротов К.А., Синтюрина Н.Н. и соавт. Использование цитокинов и синтетических пептидов для повышения иммуногенности мелиоидозных антигенов. Проблемы особо опасных инфекций. 2014; (3): 83–5. https://doi.org/10.21055/0370-1069-2014-3-83-85
- Богачева Н.В., Охапкина В.Ю., Пяткова Н.В., Федотов А.К., Кучеренко А.С. Экспериментальное изучение влияния иммуномодуляторов на эффективность применения вакцины бруцеллезной живой сухой. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2016; 15(2): 84–92. https://doi.org/10.31631/2073-3046-2016-15-2-84-92
- Кравцов А.Л., Клюева С.Н., Бугоркова С.А. Влияние иммуномодуляторов на реактивность клеток иммунной системы при моделировании противотуляремийного вакцинного процесса. Эпидемиология и вакцинопрофилактика. 2016; 15(3): 94–101. https://doi.org/10.31631/2073-3046-2016-15-3-94-101
- Duckett N.S., Olmos S., Durrant D.M., Metzger D.W. Intranasal interleukin-12 treatment for protection against respiratory infection with the Francisella tularensis live vaccine strain. Infect. Immun. 2005; 73(4): 2306–11. https://doi.org/10.1128/iai.73.4.2306-2311.2005
- Pammit M.A., Budhavarapu V.N., Raulie E.K., Klose K.E., Teale J.M., Arulanandam B.P. Intranasal interleukin-12 treatment promotes antimicrobial clearance and survival in pulmonary Francisella tularensis subsp. novicida infection. Antimi¬ crob. Agents Chemother. 2004; 48(12): 4513–9. https://doi.org/10.1128/aac.48.12.4513-4519.2004
- Kumar D., Kirimanjeswara G., Metzger D.W. Intranasal administration of an inactivated Yersinia pestis vaccine with interleukin-12 generates protective immunity against pneumonic plague. Clin. Vaccine Immunol. 2011; 18(11): 1925–35. https://doi.org/10.1128/CVI.05117-11
- Каральник Б.В., Пономарева Т.С., Дерябин П.Н., Денисова Т.Г., Мельникова Н.Н., Тугамбаев Т.И. и др. Влияние иммуномодуляции на иммуногенную и протективную активность живой чумной вакцины. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2014; 91(6): 108–12.
- Пономарева Т.С., Дерябин П.Н., Каральник Б.В., Денисова Т.Г., Тугамбаев Т.И., Атшабар Б.Б. и др. Влияние беталейкина на показатели антигенспецифического иммунного ответа в модельных опытах иммунизации животных живой противочумной вакциной. Цитокины и воспаление. 2014; 13(1): 57–62.
- Клюева С.Н., Щуковская Т.Н. Влияние адъювантов нового поколения in vitro на продукцию цитокинов клетками крови вакцинированных против чумы лиц. Российский иммунологический журнал. 2015; 9(2): 201–8.
- Щуковская Т.Н., Курылина А.Ф., Шавина Н.Ю., Бугоркова С.А. Влияние полиоксидония, Poly (I:C), даларгина на защитное действие вакцинного штамма Yersinia pestis EV НИИЭГ при экспериментальной чуме. Российский иммунологический журнал. 2020; 23(1): 41–50. https://doi.org/10.46235/1028-7221-005-IOP
- Russell P.H., Mackay D.K.J., Ozdemir I. A rapid enzyme-linked semi-microwell assay for the enumeration of antibody-forming cells to viral and bacterial antigens in domestic animals. J. Immunol. Meth. 1987; 101(2): 229–33. https://doi.org/10.1016/0022-1759(87)90154-2
- Афиногенова В.П., Лукачёв И.В., Костинов М.П. Иммунотерапия: механизм действия и клиническое применение иммунокоррегирующих препаратов. Лечащий врач. 2010; (4): 9.
- Медуницын Н.В. Коррекция развития иммунитета при вакцинации. Биопрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2010; (3): 9–10.
- Медуницын Н.В., Покровский В.И. Основы иммунопрофилактики и иммунотерапии инфекционных болезней. Руководство для врачей. М.: ГЭОТАР-Медиа; 2005.
- Онищенко Г.Г, Попова А.Ю., Кутырев В.В., Смирнова Н.И., Щербакова С.А., Москвитина Э.А. и др. Актуальные проблемы эпидемиологического надзора, лабораторной диагностики и профилактики холеры в Российской Федерации. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2016; 93(1): 89–101. https://doi.org/10.36233/0372-9311-2016-1-89-101
- Половинкина В.С., Марков Е.Ю. Иммуноадъювантные свойства мурамилдипептида. Acta Biomedica Scientifica. 2012; (1): 149–53.
Дополнительные файлы
