Оценка возможности применения иммуномодулирующих лекарственных препаратов для экстренной профилактики экспериментальной чумы, вызванной вирулентным штаммом основного подвида Yersinia рestis

Полный текст

Введение

Чума — острое природно-очаговое инфекционное заболевание из группы карантинных инфекций, протекающее с исключительно тяжёлым общим состоянием, часто с развитием сепсиса. Коэффициент летальности бубонной чумы достигает 30–60%, а лёгочная чума при отсутствии лечения практически всегда приводит к летальному исходу. Широкое распространение природных очагов чумы и сохранение напряжённой эпизоотологической обстановки на отдельных территориях России, актуальная угроза биотерроризма, продолжающиеся разработки биологического оружия и другие факторы риска возникновения эпидемических проявлений этого особо опасного заболевания обусловливают необходимость совершенствования существующих и разработку новых средств и схем специфической и экстренной профилактики (ЭП) чумы.

В комплексе мер как общей, так и специальной ЭП чумы по распоряжениям исполнительных органов власти России всем лицам, подвергшимся заражению или угрозе инфицирования, назначаются антибиотики и химиопрепараты широкого спектра действия: рифампицин, доксициклин, офлоксацин, пефлоксацин, ципрофлоксацин, а также их сочетания, позволяющие получить синергидный эффект (аминогликозиды с рифампицином или бета-лактамами; рифампицин с бета-лактамами; фторхинолоны с бета-лактамами и аминогликозидами) [1, 2]. Совершенствование ЭП чумы ведётся по нескольким направлениям: поиск новых высокоэффективных лекарственных антимикробных средств; разработка схем совместного применения экстренной антибактериальной превентивной терапии и специфической вакцинопрофилактики, что, по мнению многих исследователей, является наиболее действенным мероприятием при угрозе антропогенного распространения чумы [3]; оценка возможности применения современных иммуноадъювантов и иммуномодуляторов [4]. Каждый из этих подходов не лишён некоторых недостатков. При расширении перечня доступных антибактериальных препаратов для целей ЭП существует угроза риска появления антибиотикоустойчивых вирулентных штаммов, что является серьёзной проблемой здравоохранения [5]. Применение экстренной иммунизации живой чумной вакциной (ВЧЖ) на фоне проведения постконтактной этиотропной химиопрофилактики приводит к угнетению процесса формирования поствакцинального и постинфекционного иммунитета [6, 7]. Попытки использования для ЭП вакцины на основе антибиотикорезистентных штаммов чумного микроба сопряжены с высоким риском передачи признаков антибиотикорезистентности в процессе персистенции вакцинного штамма в организме привитых людей как патогенным, так и условно-патогенным микроорганизмам [8].

В этой связи исследование эффективности применения лекарственных препаратов, обладающих доказанным иммуномодулирующим потенциалом, с целью повышения неспецифической резистентности организма для профилактики и лечения инфекционных заболеваний стало активно развивающимся в последнее время направлением. Иммуномодулирующая терапия, по мнению многих авторов, обладает рядом преимуществ перед традиционным антимикробным лечением: не вызывает развития множественной лекарственной устойчивости среди микроорганизмов, позволяет значительно расширить подходы к лечению пациентов с иммунными расстройствами, может использоваться в качестве неспецифической неотложной терапии и профилактики в экстренных ситуациях [9]. В соответствии с основными требованиями, предъявляемыми к иммуномодулирующим лекарственным препаратам (ИЛП), используемым для ЭП инфекционных болезней, они должны обладать следующими характеристиками:

1. Обладать широким спектром активирующего влияния на иммунитет (как Т-, так и В-клеточное звено), иметь критерии (маркеры) оценки эффективности действия.
2. Быть безопасными, не иметь противопоказаний, не вызывать привыкания, побочных реакций, аллергических и канцерогенных эффектов.
3. Должны быть доступны для массового применения, быть зарегистрированы как лекарственное средство и произведены в России.
4. Обладать высокой совместимостью с вакцинными препаратами, а также антибиотико- и химиопрепаратами, повышая их эффективность и снижая терапевтическую дозу при совместном введении.

В той или иной степени данным критериям соответствуют ИЛП, используемые в исследованиях по совершенствованию ЭП сибирской язвы (ликопид, бактистатин) [7], туляремии (препарат цитокина интерлейкина (ИЛ)-12, имунофан) [10], сапа и миелоидоза (интерферон гамма (ИФН-γ), глутоксим, бестим, имунофан) [11, 12], холеры (ликопид, имунофан, полиоксидоний) [13], чумы (полиоксидоний, цитозин-гуанин олигодезоксинуклеотиды — CpG-ОДН) [14, 15].

Среди нескольких десятков ИЛП, различающихся как по химической структуре, так и по механизму действия, на основании данных литературы и ранее проведённых нами исследований [4, 16, 17] в качестве перспективных для применения в комплексе мероприятий по ЭП чумы были отобраны современные коммерческие ИЛП из групп тиопоэтиновых препаратов (глутамил-цистеинил-глицин динатрия — О1), синтетических пептидов (треонил-глутамил-лизил-лизил-аргинил-аргинил-глутамил-треонил-валил-глутамил-аргинил-глутамил- лизил-глутамат — О2; аргинил-альфа-аспартил-лизил-валил-тирозил-аргинин — О3), цитокинов (рекомбинантный интерферон-гамма — рИФН-γ), а также синтетический высокомолекулярный полиэлектролит — азоксимера бромид (ПО). Все использованные ИЛП — российского производства, разрешены к применению у взрослых и детей с 2–3 лет, обладают наряду с иммуномодулирующим, детоксицирующим (ПО, О3), гепатопротективным (О1, рИФН-γ, О3), антиоксидантным (ПО, О3), антибиотикопотенцирующим (ПО, О1) действием. Ранее нами была доказана безвредность всех испытуемых ИЛП при совместном использовании с ВЧЖ в гисто- и патоморфологическом исследовании на морских свинках, а также эффективное снижение средней иммунизирующей дозы вакцинного штамма Yersinia pestis EV НИИЭГ (ImD50) [4, 16, 17].

Цель данной работы — оценить протективную эффективность применения ИЛП разных групп в экспериментах по моделированию заражения высоковирулентным штаммом чумного микроба на 2 видах биомоделей.

Материалы и методы

Штаммы

В работе использовали вирулентный штамм Y. pestis 231(708) основного подвида, полученный из Государственной коллекции патогенных бактерий Российского противочумного института «Микроб» Роспотребнадзора.

Иммуномодулирующие препараты

Дозы препаратов — О1 («Фарма Вам»), О2 («Иммафарма»), О3 («Бионокс НПП»), ПО («НПО Петровакс Фарм»), человеческий рИФН-γ («Фармаклон») — для введения биомоделям выбраны, исходя из рекомендуемой производителями дозы для человека с учётом перерасчёта на массу тела животного (табл. 1).

 

Таблица 1. Препараты, использованные для иммунизации биопробных животных

Table 1. Preparations used for immunization of bioassay animals

Препарат, использованный для иммунизации The preparation used for immunization	Иммунизация беспородных белых мышей Immunization of outbred white mice		Иммунизация беспородных морских свинок Immunization of outbred guinea pigs
	доза | dose	n	доза | dose	n
О1, мкг | µg	40	64	400	24
О2, мкг | µg	30	70	300	20
О3, мкг | µg	1	72	10	20
ПО, мкг | PO, µg	4	64	50	32
рИФН-γ, МЕ | rIFN-γ, IU	150	64	2000	32

 

Лабораторные животные

Эксперименты проводили на беспородных белых мышах массой 21,5 ± 3,5 г и на морских свинках массой 375 ± 75 г, полученных из питомника Российского противочумного института «Микроб». Эти виды чаще всего используются в исследованиях по заражению возбудителем чумы и предусмотрены нормативными документами к применению для оценки протективных свойств вакцин и схем их введения. Манипуляции с животными, а также выведение их из эксперимента осуществляли в соответствии с Приказом Минздрава России от 01.04.2016 № 199Н «Об утверждении Правил надлежащей лабораторной практики», Директивой № 2010/63/ЕС Европейского парламента и Совета Европейского союза от 22.09.2010 «О защите животных, использующихся для научных целей» и «Consensus Author Guidelines for Animal Use» (IAVES, 23.07.2010). Протоколы исследований одобрены Комиссией по биоэтике при Российском противочумном институте «Микроб» Роспотребнадзора (протоколы № 11 от 16.10.2019; № 3 от 05.03.2020; № 14 от 19.09.2022).

Питательные среды

Культуры штаммов выращивали на агаре Хоттингера рН 7,2 ± 0,1 (производство Российского противочумного института «Микроб»).

Оценка протективности

Животным (беспородные белые мыши, морские свинки) опытных групп вводили исследуемые ИЛП подкожно в дозах, указанных в табл. 1, трехкратно по схеме: за 3 дня — 1 день — 1 ч до заражения вирулентным тест-штаммом чумы Y. рestis 231(708). В контрольную группу входили интактные лабораторные мыши и морские свинки, которым подкожно вводили физиологический раствор в объёме 0,2 и 0,5 мл соответственно. Заражение животных опытных и контрольной групп осуществляли тест-штаммом Y. pestis 231(708) в пятикратно возрастающей концентрации от 1 до 625 КОЕ. Наблюдение за животными проводили в течение 15 дней, в конце эксперимента всех выживших животных умерщвляли с помощью паров хлороформа. Гибель биомодели от чумы подтверждали наличием характерных для чумной инфекции патологоанатомических изменений; чумного микроба в мазках-отпечатках из органов павших животных, окрашенных по Граму; положительного результата высевов из органов и крови на пластинки агара Хоттингера рН (7,2 ± 0,1), содержащие стимулятор роста сульфит натрия (0,024 ± 0,001%) и генцианвиолет (0,0045 ± 0,0005%).

У животных определяли показатели выживаемости (процентное соотношение выживших на конец эксперимента животных к общему количеству взятых в эксперимент животных данной группы), среднюю продолжительность жизни павших в эксперименте животных, длительность инкубационного периода до начала манифестации заболевания, среднюю смертельную/летальную дозу (ЛД50 — статистически установленную дозу, которая при однократном введении вызывает гибель 50% взятых в эксперимент животных) заражающего тест-штамма чумы и индекс иммунитета (ИИ) — отношение величины ЛД50 для животных опытной группы к величине ЛД50 для животных контрольной группы. Учитывали процент обсеменения чумным микробом внутренних органов павших и выживших биопробных животных.

Цитокиновый профиль

Продукцию цитокинов — ИФН-γ и ИЛ-10 — в клеточных культурах крови мышей определяли перед заражением на 3-и сутки после начала введения ИЛП с помощью твердофазного иммуноферментного анализа с применением коммерческих тест-систем («Abcam», «BioScience») на автоматическом иммуноферментном анализаторе «Lazurit» («Dynex Technologies») при длине волны 450 нм. Для этого венозную кровь с антикоагулянтом (гепарин, «Синтез») разводили в соотношении 1 : 4 средой RPMI-1640 («PanEco»), содержащей 100 мкг/мл гентамицина («Мосхимфармпрепараты им. Н.А. Семашко»), затем делили на две равные части. В одну часть вносили 100 мкл стандартного Т-клеточного митогена конканавалина А («Sigma») в конечной концентрации 15 мкг/мл (индуцированная продукция), в другую — 100 мкл физиологического раствора (спонтанная продукция). Опытные и контрольные образцы инкубировали в течение 24 ч при 37ºС. После инкубации клетки осаждали центрифугированием в стандартных условиях и отбирали супернатанты.

Статистические методы

Статистическую обработку экспериментальных данных проводили с использованием стандартного пакета программ «Microsoft Office Excel 2010» и «Statistica 10.0» («StatSoft Inc.»). Взаимосвязь между переменными определяли с помощью корреляционно-регрессионного анализа (коэффициент корреляции Пирсона). Достоверность различий сравниваемых величин оценивали с помощью парного t-критерия Стьюдента и W-критерия Вилкоксона. Статистически значимыми считали различия при p < 0,05.

Результаты

Ранее было установлено, что однократное введение всех исследуемых ИЛП непосредственно перед заражением высоковирулентным штаммом Y. pestis 231 (708) не влияет на развитие патологического процесса, показатели выживаемости и среднюю продолжительность жизни лабораторных животных [4, 17, 18]. Экспериментально подтверждено, что для положительного эффекта необходимо минимум трёхкратное введение препарата, например, по схеме: за 3 дня — 1 день — 1 ч перед заражением. В данном исследовании в условиях моделирования бубонной формы чумной инфекции стояла задача оценить эффективность отработанной ранее схемы экстренного применения различных групп ИЛП, различающихся по механизму действия.

Установлено, что трёхкратное применение ИЛП до заражения белых мышей приводит к увеличению ЛД50 и ИИ во всех опытных группах, кроме животных, иммунизированных О2 (табл. 2). Выживаемость белых мышей, иммунизированных рИФН-γ, ПО, О1 и О3, составила в среднем 36, 59, 50 и 26% соответственно. При заражающей дозе 25–30 ЛД50 Y. pestis 231 выживаемость снижалась до 0–5%, кроме групп, иммунизированных рИФН-γ (15%), О1 и ПО (по 25%) (рис. 1).

 

Таблица 2. Влияние ИЛП на выживаемость биопробных животных при подкожном заражении вирулентным тест-штаммом Y. pestis 231

Table 2. The effect of immunomodulatory drugs on the survival of bioassay animals during subcutaneous infection with a virulent test strain Y. pestis 231

Иммунизирующий препарат Immunizing medication	Биомодель Biomodel	Доза Y. pestis 231, LD50 Dose of Y. pestis 231, LD50	Число животных (выжившие/общее количество) Number of animals (survived/inoculated)	Средняя продолжительность жизни, сут Mean time-to-death, days M ± m	ЛД50, КОЕ LD50, CFU	ИИ Immunity index
Физиологический раствор PBS	Белая мышь White mice	5	2/10	3,7 ± 0,5	5	–
		25	0/10	3,5 ± 0,2
	Морская свинка Guinea pigs	5	0/5	4,9 ± 0,7	18	–
		25	0/10	4,6 ± 0,6
рИФН-γ rIFN-γ	Белая мышь White mice	5	3/9	7,5 ± 0,4*	12	2,4
		25	1/8	6,2 ± 0,3*
	Морская свинка Guinea pigs	5	2/6	6,5 ± 0,8*	38	2,1
		25	1/10	6,1 ± 0,4
ПО PO	Белая мышь White mice	5	5/8	7,3 ± 0,4*	20	4
		25	2/8	6,4 ± 0,8*
	Морская свинка Guinea pigs	5	3/6	7,5 ± 0,3*	55	3
		25	2/6	7,2 ± 0,4*
О1	Белая мышь White mice	5	5/8	6,0 ± 0,7*	16	3,2
		25	2/8	5,4 ± 0,4*
	Морская свинка Guinea pigs	5	2/6	6,9 ± 0,4*	30	1,6
		25	0/6	7,5 ± 0,8*
О2	Белая мышь White mice	5	2/10	6,6 ± 2,2*	5	1
		25	0/8	5,2 ± 0,9*
	Морская свинка Guinea pigs	5	0/5	7,2 ± 1,6	18	1
		25	0/5	6,4 ± 0,4*
О3	Белая мышь White mice	5	3/9	7,5 ± 0,3*	9	1,8
		25	1/10	6,8 ± 0,6*
	Морская свинка Guinea pigs	5	1/5	6,6 ± 0,6*	18	1
		25	0/5	6,3 ± 0,6*
Примечание. *р < 0,05 по сравнению с контрольной группой. Note. *p < 0.05 compared to the control group.

 

Рис. 1. Влияние ИЛП на продолжительность жизни белых мышей в условиях подкожного заражения 5 ЛД50 (а) и 25 ЛД50 (б) Y. pestis 231.

Fig. 1. The effect of immunomodulators on survival of white mice after subcutaneous challenge with 5 LD50 (а) и 25 LD50 (b) Y. pestis strain 231.

 

Во всех опытных группах отмечено увеличение средней продолжительности жизни павших животных, в большей степени у мышей, иммунизированных рИФН-γ, ПО и О3, на 24–96 ч в зависимости от типа биомодели и инфицирующей дозы вирулентного штамма (табл. 2). При применении рИФН-γ, ПО и О1 зарегистрировано пролонгирование инкубационного периода до начала заболевания у павших животных в среднем на 24–48 ч.

Достоверное увеличение (p < 0,05) показателей выживаемости и ИИ в опытах с морскими свинками зарегистрировано только при применении рИФН-γ и ПО (рис. 2). Выживаемость морских свинок в этих группах составила в среднем 22 и 36% соответственно. Влияние ИЛП на среднюю продолжительность жизни и инкубационный период отмечено во всех опытных группах, но в большей степени при применении ПО, О1 и О2.

 

Рис. 2. Влияние ИЛП на продолжительность жизни морских свинок в условиях подкожного заражения 25 ЛД50 Y. pestis 231.

Fig. 2. The effect of immunomodulators on survival of guinea pigs after subcutaneous challenge with 25 LD50 Y. pestis strain 231.

 

Выжившие животные были забиты на 15-е сутки после заражения, из селезёнки и печени всех павших, а также 5 (8,6%) из 58 выживших белых мышей и 1 (3,8%) из 26 выживших морских свинок выделена культура заражающего штамма Y. pestis 231. Обсеменение внутренних органов зарегистрировано у животных, получивших максимальную заражающую дозу Y. pestis 231: 125 КОЕ — белые мыши и 625 КОЕ — морские свинки. У оставшихся в живых животных группы, иммунизированной ПО, культура Y. pestis 231 выделена не была.

У белых мышей как контрольной, так и опытных групп перед заражением проводили забор крови и определение биомаркерных для характеристики противочумного иммунного ответа цитокинов — ИФН-γ и ИЛ-10 [19]. По данным иммуноферментного анализа установлено увеличение спонтанной и митоген-индуцированной продукции исследуемых цитокинов при применении рИФН-γ и ПО (табл. 3). Применение О1 и О3 влияло только на митоген-индуцированную продукцию указанных цитокинов. У мышей, иммунизированных О2, значения ИФН-γ и ИЛ-10 в крови регистрировали на уровне контрольных показателей. Выявлена высокая корреляционная зависимость между показателем выживаемости животных и уровнем митоген-индуцированной продукции ИФН-γ (r = 0,94; р = 0,038). Установлена корреляционная связь между показателями выживаемости белых мышей и уровнем митоген-индуцированной продукции ИЛ-10 (r = 0,8; р = 0,078), однако связь эта не была достоверной.

 

Таблица 3. Влияние трёхкратного введения ИЛП на уровень цитокинов у иммунизированных белых мышей Ме (Q1–Q3)

Table 3. The effect of three-time administration of immunomodulatory drugs on the level of cytokines in immunized white mice Ме (Q1–Q3)

Иммунизирующий препарат Immunizing medication	ИФН-γ, пг/мл | IFN-γ, pg/ml		ИЛ-10, пг/мл | IL-10, pg/ml
	спонтанная продукция spontaneous production	митоген-индуцированная продукция induced production	спонтанная продукция spontaneous production	митоген-индуцированная продукция induced production
Физиологический раствор | PBS	20,2 (14,0–26,2)	32,6 (23,5–41,7)	9,8 (7,6–12,2)	11,6 (10,8–12,5)
рИФН-γ | rIFN-γ	60,2* (42,2–68,7)	96,7* (70,5–107,0)	51,1* (44,4–63,1)	55,6* (48,9–74,0)
ПО | PO	52,1* (32,4–64,5)	60,3* (56,4–71,0)	17,7* (13,8–19,3)	22,3* (18,5–24,2)
О1	25,2 (12,2–38,7)	56,7* (44,5–77,0)	11,1 (4,4–23,1)	25,6* (18,9–44,0)
О2	26,0 (18,0–34,2)	39,6 (29,4–47,6)	14,5 (8,6–23,3)	19,4 (8,6–36,8)
О3	27,1 (20,2–34,1)	54,5* (49,5–71,0)	17,7* (14,0–19,8)	22,9* (19,6–24,7)
Примечание. *р < 0,05 по сравнению с контрольной группой. Note. *p < 0.05 compared to the control group.

 

Обсуждение

Применение ИЛП как важная составляющая ЭП инфекций помогает решить ряд задач: преодоление разнообразных побочных эффектов от массированной антибиотикотерапии и снижение дозы назначаемых химиопрепаратов; коррекция первичных и вторичных иммунодефицитных состояний; усиление иммунного ответа при помощи индукции неспецифических и специфических факторов иммунитета; потенцирование действия вакцинных препаратов; удлинение инкубационного периода до развития манифестации заболевания [7, 9]. Последнее обстоятельство особенно важно при чумной инфекции, т.к. важнейшими условиями выживания пациентов и профилактики осложнений после заражения являются быстрая диагностика и раннее начало лечения до развития генерализации инфекционного процесса. Несвоевременное назначение антибактериальных препаратов, с одной стороны, резко повышает риск развития летального исхода [20], а с другой — может привести к появлению антибиотикорезистентных штаммов возбудителя чумы [5]. Включение в схемы и методы ЭП чумы препаратов, обладающих иммунотропными свойствами, позволяет, во-первых, корректировать фоновое состояние неспецифической резистентности, что во многом определяет развитие и исход любого инфекционного процесса [7], а во-вторых, активировать как гуморальное, так и клеточное звено иммунной системы, что способствует предотвращению инфекции и/или снижению риска развития тяжёлого течения болезни.

При моделировании экспериментальной чумы установлено, что все тестируемые ИЛП обеспечивают увеличение средней продолжительности жизни биомоделей не менее чем на сутки. Данный эффект очень важен в лечебной практике, т.к. дополнительные 24 ч на принятие решения о назначении этиотропной терапии позволяют минимум на 50% повысить шансы на выздоровление пациента [21, 22]. Кроме того, применение ИЛП создаёт резерв времени для замены неэффективного или малоэффективного антибактериального препарата, назначенного в рамках общей ЭП, на высокоэффективный химиопрепарат по результатам определения антибиотикочувствительности выделенной культуры Y. pestis.

Нами установлено, что применение рИФН-γ и ПО повышает на 20–50% выживаемость лабораторных животных — как мышей, так и морских свинок — и влияет на увеличение ИИ не менее чем в 2 раза, что является очень обнадёживающим результатом для ЭП особо опасного заболевания. Так, в схемах ЭП мелиоидоза использование олигопептидного иммуномодулятора О3 также приводило к 20% повышению выживаемости экспериментальных животных [11], а применение Т.А. Бондаревой и соавт. иммуномодулятора ПО совместно с антибиотиками при ЭП чумы повышало выживаемость на 26–60%, увеличивая среднюю продолжительность жизни белых мышей [14]. Немаловажным фактом было то, что применение иммуномодулятора ПО предотвращало не только гибель заражённых белых мышей и морских свинок, но и обсеменение их внутренних органов Y. pestis, что согласуется с ранее полученными Б.В. Каральник и соавт. данными о влиянии ПО на иммуногенную и протективную активность ВЧЖ [23].

Исследование биомаркерных для чумной инфекции цитокинов — ИФН-γ и ИЛ-10 — позволяет определить реактивность клеток иммунной системы и их готовность к реагированию на патоген [24]. После трёхкратного введения ИЛП белым мышам установлено увеличение спонтанной и митоген-индуцированной продукции цитокинов, особенно у животных, получавших рИФН-γ и ПО. Наши данные по оценке корреляционной связи между уровнем ИФН-γ и долей выживших животных, значениями ЛД50 и ИИ соотносятся с ранее полученными [19] информативными коррелятами защиты как мышей, так и привитых людей от чумы. Повышение индуцированной продукции ИФН-γ можно использовать в качестве адекватного маркера протективной эффективности иммунизации ИЛП, как и ВЧЖ.

В выборе ИЛП для лечения и профилактики инфекционных заболеваний важно учитывать механизм и направленность действия иммуномодулятора на структуры иммунной системы [25]. Несмотря на то что иммунофармакология развивается в направлении разработки препаратов, избирательно действующих на различные звенья иммунной системы, при чумной инфекции бóльшую эффективность продемонстрировали препараты, стимулирующие как клеточный и гуморальный иммунитет, так и неспецифическую резистентность организма. Препарат О1, относящийся к классу тиопоэтинов, и препарат О3, являющийся синтетическим аналогом фрагмента гормона тимуса — тимопоэтина, в большей степени ответственны за клеточный иммунитет, что выражается в стимуляции продукции ассоциированного с Th1-клетками иммунной системы цитокина ИФН-γ. В данном исследовании эти ИЛП способствовали увеличению выживаемости и средней продолжительности жизни белых мышей, заражённых высоковирулентным штаммом чумы. Однако применение О1, О2 и О3 у морских свинок, хотя и позволило увеличить среднюю продолжительность жизни биомоделей, не способствовало повышению выживаемости экспериментальных животных. Применение ИЛП с более широким спектром воздействия на иммунную систему макроорганизма показало наибольшую эффективность для ЭП экспериментальной чумы. Так, препарат рИФН-γ на основе ключевого иммуномодулятора воспаления, запускающего каскад защитных иммунологических реакций, вызывающих активацию эффекторных функций макрофагов, нейтрофилов, естественных киллерных клеток, цитотоксических Т-лимфоцитов [26], и синтетический полиэлектролит ПО, оказывающий стимулирующее действие на неспецифическую резистентность организма, активирующий все звенья фагоцитарного процесса, гуморальный и клеточный иммунный ответ, кроме того, обладающий мощным детоксицирующим действием, что используется при лечении различных септических состояний [27], не только способствовали повышению выживаемости и средней продолжительности жизни биопробных животных при их применении, но и повышали продукцию собственных цитокинов (ИФН-γ, ИЛ-10), что позволяет рекомендовать включение в схемы ЭП чумы именно ИЛП широкого спектра действия.

Заключение

Полученные обнадёживающие экспериментальные результаты позволяют судить о перспективности применения ИЛП в схемах ЭП чумной инфекции. Среди большого количества разнонаправленных ИЛП при ЭП чумы предпочтительнее использовать препараты, обладающие широким спектром активирующего влияния на иммунитет, адекватным маркером эффективности их действия можно считать повышение индуцированной продукции цитокина ИФН-γ. Возможными средствами иммуномодуляции при ЭП чумы могут стать препараты рИФН-γ и ПО, однако для последующей рекомендации включения этих ИЛП в схемы ЭП чумы у людей необходимо проведение дополнительных исследований как in vivo (с использованием других видов биомоделей: кроликов, приматов), так и in vitro (для оценки динамики показателей иммунитета, у иммунизированных добровольцев).

Об авторах

Анастасия Юрьевна Гончарова

Российский противочумный институт «Микроб»

Автор, ответственный за переписку.
Email: rusrapi@microbe.ru
ORCID iD: 0000-0002-9994-7936

к.м.н., н.с. отдела иммунологии

Россия, Саратов

Светлана Александровна Бугоркова

Российский противочумный институт «Микроб»

Email: rusrapi@microbe.ru
ORCID iD: 0000-0001-7548-4845

д.м.н., и.о. зав. отделом иммунологии

Россия, Саратов

Екатерина Владимировна Кислицина

Российский противочумный институт «Микроб»

Email: rusrapi@microbe.ru
ORCID iD: 0000-0002-7565-2383

м.н.с. отдела экспериментальных животных с виварием

Россия, Саратов

Валерий Геннадиевич Германчук

Российский противочумный институт «Микроб»

Email: rusrapi@microbe.ru
ORCID iD: 0000-0002-8986-3640

д.м.н., г.н.с. отдела экспериментальных животных с виварием

Россия, Саратов

Список литературы

Дополнительные файлы