Молекулярные детерминанты резистентности Salmonella enterica к антибиотикам

Обложка


Цитировать

Полный текст

Аннотация

Нетифоидные штаммы Salmonella enterica представляют большую опасность для здоровья человека. Проблема сальмонеллёзов осложняется прогрессирующим распространением нечувствительности к антибиотикам среди клинических и сельскохозяйственных штаммов S. enterica. Настоящий обзор литературы обобщает современные сведения о механизмах устойчивости S. enterica к антибиотикам и иллюстрирует многообразие и сложность молекулярных систем, обеспечивающих антибиотикорезистентность (АР) у S. enterica. Описан спектр природной резистентности и тщательно охарактеризованы адаптивные (приобретённые) механизмы устойчивости к представителям основных классов антибиотиков, включая β-лактамы, фторхинолоны, аминогликозиды, тетрациклины, нитрофураны, сульфонамиды, фосфомицин, хлорамфеникол (левомицетин) и полимиксины (колистин). Перечислены генетические детерминанты резистентности, передающиеся горизонтальным путём. В обзоре проанализированы только те варианты молекулярных механизмов АР, клиническая значимость которых была доказана комплексом корректных генетических (секвенирование) и биохимических (подтверждение спектра гидролизируемых β-лактамов) исследований. Описаны общие характеристики устойчивости к антибиотикам у нетифоидных сальмонелл. У многих штаммов S. enterica наблюдаются сочетание различных механизмов АР и множественная резистентность. Поднят вопрос о неоднородности распространения резистентности среди различных групп/серотипов внутри вида S. enterica. В частности, некоторые клональные комплексы с признаками резистентности оказываются более успешными патогенами человека и животных. Сальмонеллы, как и большинство других бактерий, демонстрируют неканонический вид устойчивости к антибиотикам — биоплёночную резистентность, которая реализуется за счёт нескольких механизмов, главными из которых являются фильтрующая/сорбционная способность биоплёночного матрикса и трансформация биоплёночных клеток в дормантные и персистирующие формы.
Несмотря на то что функциональная значимость молекулярных ансамблей, определяющих устойчивость к антибиотикам, однотипна для всех энтеробактерий, конкретизация механизмов резистентности у сальмонелл является необходимым звеном для разработки молекулярно-диагностических систем оценки чувствительности сальмонелл к антимикробным препаратам.

Полный текст

Введение

Говоря о распространении антибиотикорезистентности (АР) бактерий, следует акцентировать внимание на видах, представляющих наибольшую опасность для здоровья человека. К числу таких патогенов принадлежат нетифоидные штаммы Salmonella enterica1. Их эпидемиологическая и клиническая актуальность определяется несколькими причинами. Во-первых, Salmonella занимает одну из лидирующих позиций среди всех пищевых бактериальных патогенов человека [1]. Только в США ежегодно сальмонеллёзом заболевают более 1 200 000 человек, у 23 000 из которых болезнь протекает в тяжёлой форме и требует госпитализации2. Заболеваемость гастроинтестинальным сальмонеллёзом в Европейском союзе в 2018 г. составила 20,1 на 100 тыс. населения [2]. Распространённость вирулентных клонов S. enterica сохраняется на высоком уровне, что подтверждается статистикой смертности и заболеваемости некишечными (инвазивными) формами сальмонеллёза, летальность при которых доходит до 21%, а у иммунокомпрометированных пациентов — до 30% [3]. Во-вторых, генетическая гетерогенность и выраженная способность к полигостальной адаптации сальмонелл пока не даёт реальных результатов управления сальмонеллёзной инфекцией при помощи иммунопрофилактики в естественных резервуарах. В-третьих, экологическая пластичность сальмонеллы позволяет ей адаптироваться к условиям массового применения антимикробных препаратов не только в здравоохранении, но и в сельхозпроизводстве, что вызывает глобальное распространение АР штаммов и усиливает риск их переноса в организм человека [4–6]. Именно устойчивые к антибиотикам формы S. enterica расцениваются экспертами Центра по контролю и профилактике заболеваний США в качестве наиболее серьёзной угрозы для современного здравоохранения3.

Первостепенная задача, которую ставит Всемирная организация здравоохранения в рамках глобальной борьбы с АР, формулируется как «улучшение понимания вопросов устойчивости к противомикробным препаратам»4.

Цель настоящего обзора — показать многообразие и сложность молекулярных механизмов АР S. enterica, понимание которых необходимо для разработки качественных молекулярно-диагностических систем для оценки устойчивости сальмонелл к антимикробным препаратам. В обзоре перечислены только те варианты молекулярных механизмов АР, которые были доказаны комплексом корректных генетических (секвенирование) и биохимических (подтверждение спектра гидролизируемых β-лактамов) исследований.

Напомним, что все известные механизмы устойчивости бактерий к антибиотикам включают: нарушение доставки антибиотика до его мишени, ферментативную инактивацию антибиотика, модификацию/защиту мишени, активное выведение (эффлюкс) антибиотика из бактериальной клетки, биоплёночную АР, формирование устойчивости за счёт трансформации в персистирующие формы [7–9].

Природная резистентность

Согласно заключению экспертов Европейского комитета по тестированию антимикробной резистентности, S. enterica обладает природной (видовой) резистентностью к бензилпенициллину, гликопептидам, линкозаминам, стрептограминам, рифампицину, даптомицину, линезолиду, фузидину. Интересная ситуация сложилась с макролидами. Несмотря на то что S. enterica природно устойчива к макролидам (главным образом за счёт эффлюкс-механизмов), применение азитромицина в терапии брюшного тифа и паратифов считается возможным5.

Приобретённая (адаптивная) резистентность

Резистентность к β-лактамным антибиотикам

Мишенями для β-лактамных антибиотиков являются участвующие в синтезе пептидогликана ферменты (транс- и карбоксипептидазы), которые названы пенициллинсвязывающими белками (penicillin-binding proteins, PBP). В клетке грамнегативных бактерий они локализованы в периплазматическом пространстве, следовательно β-лактамам для взаимодействия с мишенью необходимо транспортироваться через наружную мембрану и не нужно проникать через цитоплазматическую мембрану. Поэтому бактерии не используют для защиты от β-лактамов эффлюкс-помпы цитоплазматической мембраны, которые откачивают субстанции из цитоплазмы в периплазму. Эффлюкс-системы, обеспечивающие откачку антибиотика из периплазматического пространства, действуют очень эффективно и успешно используются бактериями для выживания при терапии β-лактамами. Чтобы снизить концентрацию β-лактамных антибиотиков в периплазме сальмонеллы, успешно используют два механизма: блокаду поступления извне и удаление их из периплазмы наружу. К подавлению поступления извне приводит поломка или снижение экспрессии поринов, через которые происходит транспорт β-лактамов. К таким поринам S. enterica принадлежат OmpF, OmpD, Ail/OmpX-подобный порин [10–12]. Удаление из периплазмы β-лактамов у S. enterica реализуется посредством гиперактивности эффлюкс-систем AcrAB-TolC [13][14].

Однако самым сильным инструментом нейтрализации β-лактамов у S. enterica, как и у других грамнегативных бактерий, являются ферменты β-лактамазы [15–21]. Доказано, что сальмонелла может продуцировать β-лактамазы всех четырех типов классификации Ambler [21]:

  • класс А — KPC (карбапенемаза), TEM (β-лактамаза расширенного спектра или БЛРС), CTX-M (БЛРС), SHV (БЛРС);
  • класс B — GIM (карбапенемаза), VIM (карбапенемаза), IMP (карбапенемаза), NDM (карбапенемаза), SPM (карбапенемаза);
  • класс C — CMY (цефалоспориназа), FOX (БЛРС/слабая карбапенемаза);
  • класс D — OXA (спектр гидролизируемых β-лактамов различен — от оксациллина до карбапенемов).

Выработка β-лактамаз у сальмонелл чаще носит постоянный (конститутивный) характер, реже она является индуцибельной.

Модификация мишени, защищающая S. enterica от β-лактамных антибиотиков, проявляется в виде мутаций пенициллинсвязывающих белков PBP3, PBP4 and PBP6 [22]. Для S. enterica отсутствуют корректно доказанные данные о возможности резистентности к β-лактамам за счёт экранирования мишеней.

Резистентность к фторхинолонам

Мишени фторхинолонов — ДНК-гираза, топоизомераза IV — находятся внутри клеток, поэтому для того, чтобы связаться с мишенями грамнегативных бактерий, фторхинолоны должны транспортироваться через две мембраны — цитоплазматическую и наружную. Если транслокация фторхинолонов через цитоплазматическую мембрану не вызывает затруднений, то проникновение через наружную мембрану, содержащую плотно расположенные липополисахариды (ЛПС), возможно только через специфические порины. Для того чтобы понизить эффективность фторхинолонов, бактерии используют относительно простые эффлюкс-помпы, локализованные исключительно в цитоплазматической мембране и обеспечивающие откачку антибиотика из цитоплазмы в периплазму со скоростью, превышающей диффузию фторхинолона в обратном направлении. Такой механизм характерен для большинства грамнегативных бактерий в отношении антибиотиков, мишени которых находятся в цитоплазматическом пространстве (фторхинолоны, макролиды, тетрациклины, хлорамфеникол).

Для S. enterica доказано существование фторхинолон-резистентности, зависимой от дефекта поринов наружной мембраны OmpF, через которые происходит транспорт фторхинолонов [23]. Резистентность S. enterica к фторхинолонам за счет эффлюкс-механизмов может возникнуть при гиперфункции хромосомно-кодируемых мультисубстратных эффлюкс-систем AcrAB-TolC, MdtK, MdfA, а также за счёт эффлюкс-помп цитоплазматической мембраны, oqxAB и qepA, гены которых локализованы в плазмидах и передаются горизонтальным путём [24][25]. Инактивация фторхинолонов у сальмонеллы осуществляется аминогликозидацетилтрансферазой AAC(6')-Ib-cr. Устойчивость S. enterica за счёт модификации мишени для фторхинолонов возникает из-за мутаций в генах ДНК-гиразы (gyrA, gyrB) и топоизомеразы IV (parC, gyrE). Кроме этого, мишень может быть защищена за счёт особых белков, экранирующих ДНК-гиразу и топоизомеразу IV [25]. Гены, которые кодируют экранирующие белки (гены семейства qnr, включая qnrA, qnrB, qnrS, qnrC, qnrD), являются плазмидными и переносятся горизонтально.

Резистентность к аминогликозидам

Мишенью для аминогликозидов у S. enterica является 16S рРНК в составе 30S субъединицы рибосомы. Устойчивость к аминогликозидам за счёт эффлюкса реализуется у S. enterica при гиперфункции эффлюкс-системы AcrAD [24]. Ферментативная инактивация аминогликозидов у сальмонеллы осуществляется аминогликозид-ацетилтрансферазой (AAC(6')-Ib) и аминогликозид-фосфотрансферазой [26][27]. Передача генов указанных ферментов осуществляется путём плазмидного переноса.

Модификация мишени для аминогликозидов (16S рРНК) может происходить у сальмонеллы через два противоположно направленных механизма: гиперметилирование и полную блокаду метилирования в позиции G527 16S rRNA. Гиперметилирование детерминируется плазмидно-приобретёнными 16S рРНК-метилтрансферазами, отсутствие метилирования является следствием потери гена gidB [28][29]. Для S. enterica отсутствуют корректно доказанные данные возникновения резистентности к аминогликозидам за счёт нарушения пориновой проницаемости и механизмов защиты мишени.

Резистентность к тетрациклинам

Мишенью для тетрациклинов у S. enterica является 16S рРНК в составе 30S субъединицы рибосомы, тигециклин имеет дополнительную мишень — 23S рРНК. Устойчивость к тетрациклинам за счёт эффлюкс-механизмов осуществляется у S. enterica при гиперактивации мультисубстратной эффлюкс-системы AcrAB-TolC, а также эффлюкс-помп цитоплазматической мембраны MdtK, MdfA (синоним — СmlA/Сmr), TetA, TetB, TetC, TetD, TetG и TetL [24][30–32]. Гены эффлюкс-помп цитоплазматической мембраны mdtK, mdfA (синоним — cmlA/cmr), tetA, tetB, tetC, tetD, tetG, tetL являются плазмидными и могут передаваться горизонтальным путём. Тетрациклины могут инактивироваться под действием флавинзависимой монооксигеназы ТetX, которая приводит к их деструкции через гидроксилирование/окисление [32]. Гены этого фермента (tetX) переносятся плазмидами и могут передаваться горизонтальным путём.

У S. enterica может присутствовать механизм защиты мишени, который реализуется при помощи протеина TetM, который катализирует GTP-зависимое освобождение рибосом от тетрациклинов [32]. Гены tetM также являются плазмидными, что обеспечивает возможность их горизонтального переноса. Для S. enterica отсутствуют корректно доказанные данные о молекулярных механизмах устойчивости к тетрациклинам за счёт модификации мишени и нарушения пориновой проницаемости.

Резистентность к хлорамфениколу (левомицетину)

Мишенью для хлорамфеникола является 23S рРНК в составе 50S субъединицы рибосомы. Достаточное для проявления резистентности снижение концентрации хлорамфеникола в цитоплазме S. enterica может возникать вследствие поломки порина OmpF, через который хлорамфеникол поступает в клетку, а также за счёт гиперактивации мультисубстратной эффлюкс-системы AcrAB-TolC и эффлюкс-помп цитоплазматической мембраны Cml, FloR [24][33]. Гены эффлюкс-помп сml, floR являются плазмидными и передаются горизонтально. Инактивация хлорамфеникола сальмонеллами ферментируется CHL-ацетилтрансферазами, гены которых (cat-гены) тоже переносятся плазмидами [34]. Возможность модификации мишени хлорамфеникола у S. enterica вследствие мутации показана только в экспериментах in vitro. Ввиду консервативности сайта связывания хлорамфеникола резистентность к хлорамфениколу, связанная с модификацией мишени, у диких и клинических штаммов S. enterica практически не встречается. Для S. enterica отсутствуют корректно доказанные данные о возникновении резистентности к хлорамфениколу путём защиты мишени.

Резистентность к фосфомицину

Мишенью для фосфомицина служит фермент UDP-N-ацитилглюкозамин-енолпирувил трансфераза (синоним — энзим MurA), участвующий в синтезе пептидогликана. Фосфомицин поступает внутрь бактериальной клетки при помощи белков-транспортёров, обеспечивающих активный транспорт фосфомицина (инфлюкс) через наружную мембрану. Доказано, что резистентность к фосфомицину может возникать из-за подавления функции GlpT-транспортёра и гипотетического UhpT-транспортёра фосфомицина, а также из-за мутаций в их генах glpT и uhpT [35][36].

Предполагается, что резистентность к фосфомицину может возникать за счёт гиперфункции мультисубстратной эффлюкс-системы MdtEF-Tol, активируемой через глобальный регулятор CRP [35]. Фосфомицин может быть инактивирован ферментативным путём под воздействием глутатион-S-трансферазы FosA7, разрушающей эпоксидное кольцо фосфомицина [37]. Гены этого фермента fosA являются плазмидными и передаются горизонтальным путём. Для S. enterica отсутствуют корректно доказанные данные развития фосфомицин-резистентности за счёт модификации либо защиты мишени.

Резистентность к нитрофуранам

По механизму действия нитрофураны не похожи на другие антибиотики. Попадая в микробную клетку, нитрофураны деградируют под действием бактериальных кислород-независимых нитроредуктаз, кодируемых генами nfsA и nfsB. Продукты распада нитрофуранов повреждают рибосомальные протеины, ДНК и другие жизненно важные для бактерии молекулы. Показано, что гиперфункция мультисубстратных эффлюкс-систем S. enterica MdsABC и AcrAB-TolC может приводить к развитию устойчивости к нитрофуранам [21][35].

Во многом механизмы возникновения резистентности S. enterica к нитрофуранам остаются неизвестными. В частности, для сальмонеллы отсутствуют корректные данные о том, что в возникновении устойчивости к нитрофуранам участвуют системы транспорта внутрь клетки через наружную мембрану. Нет данных о возможности S. enterica катализировать инактивацию нитрофуранов. Однако мишени могут быть защищены косвенным образом — путём инактивации кислород-независимых нитроредуктаз за счёт мутаций в кодирующих генах nfsA и nfsB [38].

Резистентность к сульфонамидам, триметоприму

Сульфонамиды воздействуют на дигидроптероат-синтетазу, триметоприм — на дигидрофолатредуктазу. Повреждение обеих мишеней вызывает нарушение синтеза тетрагидрофолиевой кислоты, являющейся предшественником тимидина, что приводит к подавлению синтеза нуклеиновых кислот и блокаде метаболизма бактериальной клетки.

Важнейший механизм резистентности к этой группе антимикробных препаратов у S. enterica связан с приобретением плазмидных генов, кодирующих ферменты-мишени с высокой устойчивостью к сульфонамидам/триметоприму: гены семейства sul кодируют выработку невосприимчивой к сульфонамидам дигидроптероат-синтазы, а гены семейства dfr детерминируют синтез резистентной к триметоприму дегидрофолат-редуктазы [34][39].

Резистентность к колистину (полимиксинам)

Полимиксины повреждают мембранные структуры грамнегативных бактерий, включая главную мишень — ЛПС. Колистин-резистентность S. enterica определяется двумя основными механизмами. Первый вариант устойчивости не передаётся горизонтально и возникает вследствие мутаций в генах семейства pmr, которые регулирует синтез ЛПС [40]. Второй механизм более опасен с эпидемиологической точки зрения: его детерминирует плазмид-переносимый ген mcr-1, который кодирует фермент фосфатидилэтаноламинтрансферазу, нарушающую нормальный синтез ЛПС [41].

В 2012 г. Y. Agerso и соавт. предположили, что снижение чувствительности к колистину связано с конкретными сероварами S. enteritidis и S. Dublin, принадлежащими к одной О-группе (O:1,9,12) [42]. Дальнейшие исследования в этой области показали, что устойчивость к колистину сероваров группы D связана с эпитопом О-антигена, определяющим их антигенную структуру [43].

Некоторые исследователи предполагают, что у сальмонеллы присутствуют и другие механизмы колистин-резистентности, однако корректных доказательств этого пока не существует.

Общие характеристики антибиотикорезистентности нетифоидных сальмонелл

В зависимости от молекулярного механизма адаптивная резистентность к антибиотикам у S. enterica может экспрессироваться постоянно либо может быть индуцибельной, т.е. проявляться только в стрессовых условиях при контакте с антибиотиками. Примером индуцибельной резистентности является оверэкспрессия эффлюкс-систем (AcrABTolC, AcrAD, MdtEF), которая может сочетаться со снижением экспрессии генов поринов наружной мембраны. Индукция оверэкспрессии эффлюкс-систем зависит от глобальной регуляции сигнальных систем, в частности системы кворум-сенсинга SdiA-LuxS [44]. Это лишь частный случай регуляции. Сложные сети внутриклеточных сигнальных путей предусматривают множество других вариантов индукции АР.

У многих штаммов S. enterica наблюдается сочетание различных механизмов АР [45]. Это касается как комбинации различных механизмов резистентности к одному антибиотику, так и феномена кросс-резистентности, когда развитие устойчивости к одной группе антибиотиков сопровождается снижением чувствительности к другим видам антимикробных препаратов.

Интересным фактом является неоднородность распространения резистентности среди штаммов внутри вида S. enterica. Некоторые клональные комплексы с признаками резистентности оказываются более успешными — об этом свидетельствует их глобальное преобладание в качестве зоопатогенов и патогенов человека. Примером такого успеха является S. enterica, серотип Kentucky, ST198-клон [46]. Он начал своё восхождение в начале 2000-х гг. (изолирован во Франции от пациента с сальмонеллёзом, вернувшегося из Египта) с приобретения резистентности к фторхинолонам. В течение нескольких лет, успешно используя для расширения спектра резистентности набор транспозонов и приобретённых от других энтеробактерий плазмид, клон S. enterica Kentucky ST198 получил глобальное распространение в странах Европы, Америки, Африки, Ближнего Востока и Юго-Восточной Азии. Вопрос о том, каковы молекулярные основы успеха подобных клонов, пока остаётся без ответа. Эксперты ограничиваются лишь общими рассуждениями о фитнес-механизмах причин клонального успеха.

Повышенная устойчивость к антибиотикам и дезинфектантам наблюдается у сальмонелл, находящихся в составе биоплёнок [47]. Биоплёночная резистентность реализуется за счёт нескольких механизмов, главными из которых являются (1) фильтрующая и сорбционная способность биоплёночного матрикса и (2) трансформация биоплёночных клеток в дормантные и персистирующие формы [7][48].

Сальмонеллы, в том числе не обладающие способностью вызывать манифестные формы заболеваний у человека, но представленные в продукции животноводства, способны выполнять роль вектора в трансфере генетических детерминант АР нормальной микрофлоры кишечника человека. С другой стороны, сальмонеллы сами являются реципиентом генетического материала от других микроорганизмов. Несмотря на потенциальную возможность горизонтального переноса мобильных генетических элементов при конъюгации, трансформации и трансдукции, основным механизмом в переносе плазмид и транспозонов является конъюгация [49]. Возможности горизонтального переноса мобильных генетических элементов не ограничиваются филогенетически близкими таксонами микроорганизмов. Например, для транспозонов из семейства Tn916 была установлена возможность конъюгативного переноса между грампозитивными и грамнегативными бактериями [50]. Горизонтальный перенос активно используется сальмонеллами, что подтверждается, в частности, анализом состава плазмид Salmonella enterica subsp.
enterica serovar Typhimurium (плазмида pU302L), свидетельствующим об активном обмене генетическим материалом с таксономически близкими микроорганизмами [51].

Заключение

Анализ информации о механизмах АР S. enterica позволяет сделать вывод о том, что в целом устойчивость сальмонелл реализуется согласно закономерностям, которые не являются уникальными. Функциональная значимость молекулярных ансамблей, определяющих резистентность, однотипна для всех энтеробактерий. Однако это не уменьшает важности изучения структурных особенностей молекулярно-генетических детерминант резистентности у S. enterica, знание которых необходимо для решения эпидемиологических задач, разработки диагностических инструментов, а также для прогнозирования эволюции резистентности сальмонелл в локальных и глобальных масштабах. Острота проблемы особенно ярко проявляется в контексте трансформации сальмонеллы в резистентного «супермикроба» как следствия неконтролируемого применения антибиотиков в сельскохозяйственном производстве [6, 52]. Надеемся, что фактическая информация о молекулярных детерминантах АР S. enterica, изложенная в настоящем обзоре, сможет заполнить пробелы, существующие в современной научной периодике.

1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). National Salmonella Surveillance Annual Report, 2011. Atlanta, Georgia: US Department of Health and Human Services, CDC; 2013. Available at: https://www.cdc.gov/ncezid/dfwed/PDFs/salmonella-annual-report-2011-508c.pdf

2. Salmonella data now at your fingertips. CDC Press Release; 2014. Available at: https://www.cdc.gov/media/releases/2014/p0326-salmonella-data.html

3. CDC. Antibiotic Resistance Threats in the United States, 2019. Atlanta, GA: U.S. Department of Health and Human Services; 2019. http://doi.org/10.15620/cdc:82532

4. World Health Organization. Global action plan on antimicrobial resistance. WHO, Library Cataloguing-in-Publication Data, 2015. Retrieved from https://www.who.int/antimicrobial-resistance/publications/global-action-plan/en (дата обращения 26.02.2020)

5. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST). EUCAST advice on intrinsic resistance and exceptional phenotypes v 3.2, 2020. https://www.eucast.org/fileadmin/src/media/PDFs/EUCAST_files/Expert_Rules/2020/Intrinsic_Resistance_and_Unusual_Phenotypes_Tables_v3.2_20200225.pdf (дата обращения 26.02.2020)

×

Об авторах

А. С. Павлова

ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0003-4619-9337

Павлова Анастасия Сергеевна - м.н.с. лаб. молекулярной диагностики и эпидемиологии кишечных инфекций

Москва

Россия

Ю. А. Бочарова

Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0003-0197-0255

Бочарова Юлия Александровна - к.м.н., с.н.с. лаб. молекулярной микробиологии

Москва

Россия

К. В. Кулешов

ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора

Автор, ответственный за переписку.
Email: konstantinkul@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-5238-7900

Кулешов Константин Валерьевич - к.б.н., с.н.с. лаб. молекулярной диагностики и эпидемиологии кишечных инфекций

Москва

Россия

А. Т. Подколзин

ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-0044-3341

Подколзин Александр Тихонович - д.м.н., зам. директора по эпидемиологии

Москва

Россия

И. В. Чеботарь

Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-6691-2171

Чеботарь Игорь Викторович - д.м.н., зав. лаб. молекулярной микробиологии

Москва

Россия

Список литературы

  1. Scallan E., Hoekstra R.M., Angulo F.J., Tauxe R.V., Widdowson M.A., Roy S.L., et al. Foodborne illness acquired in the United States — major pathogens. Emerg. Infect. Dis. 2011; 17(1): 7–15. https://doi.org/10.3201/eid1701.p11101
  2. The European Union one health 2018 zoonoses report. EFSA J. 2019; 17(12): e05926. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2019.5926
  3. Dhanoa A., Fatt Q.K. Non-typhoidal Salmonella bacteraemia: epidemiology, clinical characteristics and its' association with severe immunosuppression. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2009; 8: 15. https://doi.org/10.1186/1476-0711-8-15
  4. Van Boeckel T.P., Brower C., Gilbert M., Grenfell B.T., Levin S.A., Robinson T.P., et al. Global trends in antimicrobial use in food animals. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015; 112(18): 5649–54. https://doi.org/10.1073/pnas.1503141112
  5. Economou V., Gousia P. Agriculture and food animals as a source of antimicrobial-reistant bacteria. Infect. Drug. Resist. 2015; 8: 49–61. http://doi.org/10.2147/IDR.S55778
  6. Chen H.M., Wang Y., Su L.H., Chiu C.H. Nontyphoid Salmonella infection: microbiology, clinical features, and antimicrobial therapy. Pediatr. Neonatol. 2013; 54(3): 147–52. http://doi.org/10.1016/j.pedneo.2013.01.010
  7. Страчунский Л.С., Белоусов Ю.В., Козлов С.Н. Практическое руководство по антиинфекционной химиотерапии. Смоленск: МакМаХ; 2007.
  8. Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Кончакова Е.Д., Лазарева А.В., Чистякова В.П. Антибиотикорезистентность биоплёночных бактерий. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2012; 14(1): 51–8.
  9. Чеботарь И.В., Бочарова Ю.А., Гурьев А.С., Маянский Н.А. Стратегии выживания бактерий в условиях контакта с антибиотиками. Клиническая лабораторная диагностика. 2020; 65(2): 116–21. https://doi.org/10.18821/0869-2084-2020-65-2-116-121
  10. Uddin M.J., Ahn J. Characterization of β-lactamase-and efflux pump-mediated multiple antibiotic resistance in Salmonella typhimurium. Food Sci. Biotechnol. 2018; 27(3): 921–8. https://doi.org/10.1007/s10068-018-0317-1
  11. Fernández J., Guerra B., Rodicio M.R. Resistance to carbapenems in non-typhoidal Samonella enterica serovars from humans, animals and food. Vet. Sci. 2018; 5(2): 40. https://doi.org/10.3390/vetsci5020040
  12. Hu W.S., Lin J.F., Lin Y.H., Chang H.Y. Outer membrane protein STM3031 (Ail/OmpX-like protein) plays a key role in the ceftriaxone resistance of Salmonella enterica serovar Typhimurium. Agents Chemother. 2009; 53(8): 3248–55. https://doi.org/10.1128/AAC.00079-09
  13. Nikaido H., Basina M., Nguyen V.Y., Rosenberg E.Y. Multidrug efflux pump AcrAB of Salmonella typhimurium excretes only those β-lactam antibiotics containing lipophilic side chains. J. Bacteriol. 1998; 180(17): 4686–92. https://doi.org/10.1128/jb.180.17.4686-4692.1998
  14. Saw H.T.H., Webber M.A., Mushtaq S., Woodford N., Piddock L.J.V. Inactivation or inhibition of AcrAB-TolC increases resistance of carbapenemase-producing Enterobacteriaceae to carbapenems. J. Antimicrob. Chemother. 2016; 71(6): 1510–9. https://doi.org/10.1093/jac/dkw028
  15. Tate H., Folster J.P., Hsu C.H., Chen J., Hoffmann M., Li C., et al. Comparative analysis of extended-spectrum-β-lactamase CTX-M-65-producing Salmonella enterica serovar Infantis isolates from humans, food animals, and retail chickens in the United States. Antimicrob. Agents Chemother. 2017; 61(7): e00488-17. http://doi.org/10.1128/AAC.00488-17
  16. Miriagou V., Tzouvelekis L.S., Rossiter S., Tzelepi E., Angulo F.J., Whichard J.M. Imipenem resistance in a Salmonella clinical strain due to plasmid-mediated class A carbapenemase KPC-2. Atimicrob. Agents Chemother. 2003; 47(4): 1297–300. http://doi.org/10.1128/AAC.47.4.1297-1300.2003
  17. Carroll L.M., Wiedmann M., den Bakker H., Siler J., Warchocki S., Kent D., et al. Whole-genome sequencing of drug-resistant Salmonella enterica isolates from dairy cattle and humans in New York and Washington states reveals source and geographic associations. Appl. Environ. Microbiol. 2017; 83(12): e00140-17. https://doi.org/10.1128/AEM.00140-17
  18. Yates C., Amyes S. Extended-spectrum β-lactamases in non-typhoidal Salmonella spp. isolated in the UK are now a reality: why the late arrival? J. Antimicrob Chemother. 2005; 56(2): 262–4. https://doi.org/10.1093/jac/dki237
  19. Usha G., Chunderika M., Prashini M., Willem S.A., Yusuf E.S. Characterization of extended-spectrum β-lactamases in Salmonella spp. at a tertiary hospital in Durban, South Africa. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2008; 62(1): 86–91. http://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2008.04.014
  20. Fischer J., Schmoger S., Jahn S., Helmuth R., Guerra B. NDM-1 carbapenemase-producing Salmonella enterica subsp. enterica serovar Corvallis isolated from a wild bird in Germany. J. Antimicrob. Chemother. 2013; 68(12): 2954–6. https://doi.org/10.1093/jac/dkt260
  21. Ambler R.P. The structure of β-lactamases. Philos. Trans R. Soc. Lond. 1980; 289: 321–31. https://doi.org/10.1098/rstb.1980.0049
  22. Sun S., Selmer M., Andersson D.I. Resistance to β-lactam antibiotics conferred by point mutations in penicillin-binding proteins PBP3, PBP4 and PBP6 in Salmonella enterica. PLoS One. 2014; 9(5): e97202. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0097202
  23. Vidovic S., An R., Rendahl A. Molecular and physiological characterization of fluoroquinolone-highly resistant Salmonella enteritidis strains. Front. Microbiol. 2019; 10: 729. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00729
  24. Andersen J., He G.X., Kakarla P., Ranjana K.C.R., Kumar S., Lakra W.S., et al. Multidrug efflux pumps from Enterobacteriaceae, Vibrio cholerae and Staphylococcus aureus bacterial food pathogens. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2015; 12(2): 1487–547. https://doi.org/10.3390/ijerph120201487
  25. Cuypers W.L., Jacob J., Wong V., Klemm E.J., Deborggraeve S., Puyvelde S.V. Fluoroquinolone resistance in Salmonella: insights by whole-genome sequencing. Microb. Genom. 2018; 4(7): e000195. https://doi.org/10.1099/mgen.0.000195
  26. Magalhães M.L., Vetting M.W., Gao F., Freiburger L., Auclair K., Blanchard J.S. Kinetic and structural analysis of bisubstrate inhibition of the Salmonella enterica aminoglycoside 6‘-N-acetyltransferase. Biochemistry. 2008; 47(2): 579–84. https://doi.org/10.1021/bi701957c
  27. Woegerbauer M., Zeinzinger J., Springer B., Hufnagl P., Indra A., Korschineck I., et al. Prevalence of the aminoglycoside phosphotransferase genes aph (3′)-IIIa and aph (3′)-IIa in Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella enterica subsp. enterica and Staphylococcus aureus isolates in Austria. J. Med. Microbiol. 2014; 63(2): 210–7. https://doi.org/10.1099/jmm.0.065789-0
  28. Wachino J.I., Arakawa Y. Exogenously acquired 16S rRNA methyltransferases found in aminoglycoside-resistant pathogenic Gram-negative bacteria: an update. Drug Resist. Updat. 2012; 15(3): 133–48. https://doi.org/10.1016/j.drup.2012.05.001
  29. Mikheil D.M., Shippy D.C., Eakley N.M., Okwumabua O.E., Fadl A.A. Deletion of gene encoding methyltransferase (gidB) confers high-level antimicrobial resistance in Salmonella. J. Antibiot. 2012; 65(4): 185–92. https://doi.org/10.1038/ja.2012.5
  30. Roberts M.C. Tetracycline resistance determinants: mechanisms of action, regulation of expression, genetic mobility, and distribution. FEMS Microbiol. Rev. 1996; 19(1): 1–24. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.1996.tb00251.x
  31. Nishino K., Latifi T., Groisman E.A. Virulence and drug resistance roles of multidrug efflux systems of Salmonella enterica serovar Typhimurium. Mol. Microbiol. 2006; 59(1): 126–41. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2005.04940.x
  32. Chopra I., Roberts M. Tetracycline antibiotics: mode of action, applications, molecular biology, and epidemiology of bacterial resistance. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001; 65(2): 232–60. https://doi.org/10.1128/MMBR.65.2.232-260.2001
  33. Toro C.S., Lobos S.R., Calderon I., Rodríguez M., Mora G.C. Clinical isolate of a porinless Salmonella typhi resistant to high levels of chloramphenicol. Antimicrob. Agents Chemother. 1990; 34(9): 1715–9. https://doi.org/10.1128/AAC.34.9.1715
  34. Schwarz S., Kehrenberg C., Doublet B., Cloeckaert A. Molecular basis of bacterial resistance to chloramphenicol and florfenicol. FEMS Microbiol. Rev. 2004; 28(5): 519–42. https://doi.org/10.1016/j.femsre.2004.04.001
  35. Khatoon A., Malik H.M.T., Aurongzeb M., Raza S.A., Karim A. Draft genome of a macrolide resistant XDR Salmonella enterica serovar Paratyphi A strain using a shotgun sequencing approach. J. Glob. Antimicrob. Resist. 2019; 19: 129–31. https://doi.org/10.1016/j.jgar.2019.09.001
  36. Island M.D., Wei B.Y., Kadner R.J. Structure and function of the uhp genes for the sugar phosphate transport system in Escherichia coli and Salmonella typhimurium. J. Bacteriol. 1992; 174(9): 2754–62. https://doi.org/10.1128/jb.174.9.2754-2762.1992
  37. Rehman M.A., Yin X., Persaud-Lachhman M.G., Diarra M.S. First detection of a fosfomycin resistance gene, fosA7, in Salmonella enterica serovar Heidelberg isolated from broiler chickens. Antimicrob. Agents Chemother. 2017; 61(8): e00410-17. https://doi.org/10.1128/AAC.00410-17
  38. García V., Montero I., Bances M., Rodicio R., Rodicio M.R. Incidence and genetic bases of nitrofurantoin resistance in clinical isolates of two successful multidrug-resistant clones of Salmonella enterica serovar typhimurium: pandemic “DT 104” and pUO-StVR2. Microb. Drug Resist. 2017; 23(4): 405–12. https://doi.org/10.1089/mdr.2016.0227
  39. Matayoshi M., Kitano T., Sasaki T., Nakamura M. Resistance phenotypes and genotypes among multiple-antimicrobialresistant Salmonella enterica subspecies enterica serovar Choleraesuis strains isolated between 2008 and 2012 from slaughter pigs in Okinawa Prfecture, Japan. J. Vet. Med. Sci. 2015; 77(6): 705–10. https://doi.org/10.1292/jvms.14-0683
  40. Sun S., Negrea A., Rhen M., Andersson D.I. Genetic analysis of colistin resistance in Salmonella enterica serovar Typhimurium. Antimicrob. Agents Chemother. 2009; 53(6): 2298–305. https://doi.org/10.1128/AAC.01016-08
  41. Lima T., Domingues S., Da Silva G.J. Plasmid-mediated colistin resistance in Salmonella enterica: A review. Microorganisms. 2019; 7(2): 55. https://doi.org/10.3390/microorganisms7020055
  42. Agerso Y., Torpdahl M., Zachariasen C., Seyfarth A., Hammerum A.M., Nielsen E.M. Tentative colistin epidemiological cutoff value for Salmonella spp. Foodborne Pathog. Dis. 2012; 9(4): 367–9. https://doi.org/10.1089/fpd.2011.1015
  43. Ricci V., Zhang D., Teale C., Piddock L.J.V. The O-antigen epitope governs susceptibility to Colistin in Salmonella enterica. mBio. 2020; 11(1): e02831-19. https://doi.org/10.1128/mBio.02831-19
  44. Ahmer B.M.M. Cell-to-cell signalling in Escherichia coli and Salmonella enterica. Mol. Microbiol. 2004; 52(4): 933–45. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2004.04054.x
  45. McDermott P.F., Zhao S., Tate H. Antimicrobial resistance in nontyphoidal Salmonella. Microbiol. Spectrum. 2018; 6(4): ARBA-0014-2017. https://doi.org/10.1128/microbiolspec.ARBA-0014-2017
  46. Le Hello S., Hendriksen R.S., Doublet B., Fisher I., Nielsen E., Whichard J.M., et al. International spread of an epidemic population of Salmonella enterica serotype Kentucky ST198 resistant to ciprofloxacin. J. Infect. Dis. 2011; 204(5): 675–84. https://doi.org/10.1093/infdis/jir409
  47. Cadena M., Kelman T., Marco M.L., Pitesky M. Understanding antimicrobial resistance (AMR) profiles of Salmonella biofilm and Planktonic bacteria challenged with disinfectants commonly used during poultry processing. Foods. 2019; 8(7): 275. https://doi.org/10.3390/foods8070275
  48. Чеботарь И.В., Маянский А.Н., Маянский Н.А. Матрикс микробных биопленок. Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2016; 18(1): 9–19.
  49. von Wintersdorff C.J.H., Penders J., van Niekerk J.M., Mills N.D., Majumder S., van Alphen L.B., et al. Dissemination of antimicrobial resistance in microbial ecosystems through horizontal gene transfer. Front. Microbiol. 2016; 7: 173. https://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00173
  50. Bertram J., Strätz M., Dürre P. Natural transfer of conjugative transposon Tn916 between gram-positive and gram-negative bacteria. J. Bacteriol. 1991; 173: 443–8. https://doi.org/10.1128/jb.173.2.443-448.1991
  51. Chen C.Y., Nace G.W., Solow B., Fratamico P. Complete nucleotide sequences of 84.5-and 3.2-kb plasmids in the multiantibiotic resistant Salmonella enterica serovar Typhimurium U302 strain G8430. Plasmid. 2007; 57: 29–43. https://doi.org/10.1016/j.plasmid.2006.05.005
  52. Michael G.B., Freitag C., Wendlandt S., Christopher Eidam C., Feßler A.T., Lopes G.V., et al. Emerging issues in antimicrobial resistance of bacteria from food-producing animals. Future Microbiol. 2015; 10(3): 427–43. https://doi.org/10.2217/FMB.14.93

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Павлова А.С., Бочарова Ю.А., Кулешов К.В., Подколзин А.Т., Чеботарь И.В., 2022

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ПИ № ФС77-75442 от 01.04.2019 г.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах