Формирование in vitro устойчивости к колистину у карбапенеморезистентных грамотрицательных бактерий и её биологическая стоимость

Обложка


Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. Распространение устойчивости к карбапенемам среди грамотрицательных бактерий привело к росту потребления полимиксинов и появлению отдельных устойчивых к ним штаммов. Устойчивость к полимиксинам связана главным образом с мутациями в хромосомных генах. Развитие мутационной устойчивости к антибиотикам может приводить к снижению жизнеспособности бактерий, что проявляется увеличением продолжительности клеточного цикла, снижением вирулентности и конкурентоспособности.

Цель исследования — оценить in vitro интенсивность формирования устойчивости к колистину у карбапенеморезистентных клинических изолятов грамотрицательных бактерий, стабильность сформированной резистентности и её биологическую стоимость.

Материалы и методы. Для 46 штаммов Klebsiella pneumoniae, 77 штаммов Pseudomonas aeruginosa и 42 штаммов Acinetobacter baumannii методом полимеразной цепной реакции в реальном времени выполнена детекция генов карбапенемаз, методом микроразведений в бульоне определены минимальные подавляющие концентрации меропенема и колистина. Выполнена селекция устойчивых субпопуляций на агаре Мюллер–Хинтон с добавлением 16 мг/л колистина. Для колистинорезистентных мутантов и изогенных чувствительных штаммов определены кинетические параметры роста в бульонной культуре. Инкубация и учёт результатов выполнены на микропланшетном ридере «Infinite M200» в течение 18,5 ч при 35°С с измерением светорассеяния в лунках каждые 15 мин.

Результаты. Выявлена продукция карбапенемаз МБЛ VIM у штаммов P. aeruginosa, МБЛ NDM, KPC и OXA-48 — у K. pneumoniae, OXA-23 и OXA-40 — у A. baumannii. Все штаммы были чувствительны к колистину (минимальная подавляющая концентрация 0,062–2 мг/л). Рост колоний на селективной среде, содержащей 16 мг/л колистина, отмечен для 97,8% штаммов K. pneumoniae, 16,9% штаммов P. Aeruginosa и 61,9% штаммов A. baumannii. Мутационная природа устойчивости к колистину подтверждена для 21,7% штаммов K. pneumoniae. Для колистинорезистентных мутантов K. pneumoniae отмечено значимое увеличение продолжительности лаг-периода (Tlag): 225,6 ± 7,037 мин у исходных чувствительных штаммов и 245,5 ± 8,726 у резистентных мутантов; p = 0,037. Показатели времени удвоения количества микробных клеток в экспоненциальной фазе роста (Tdoubling) и площади под кривой бактериального роста не имели значимых отличий.

Заключение. Выявлена высокая частота формирования in vitro устойчивости к колистину у карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae. Отсутствие значительных изменений кинетики микробного роста у резистентных штаммов позволяет прогнозировать дальнейшее распространение мутационной резистентности к колистину, а также её сохранение в микробных популяциях K. pneumoniae даже в случае ограничения использования этого антибиотика.

Полный текст

Введение

Распространение множественной и экстремальной антибиотикорезистентности среди энтеробактерий и грамотрицательных неферментирующих бактерий, связанное главным образом с продукцией карбапенемаз, привело к росту потребления полимиксинов, остающихся препаратами «последнего резерва» [1]. По данным международных сетей по надзору за устойчивостью к противомикробным препаратам EARS-Net и CAESAR, уровень резистентности инвазивных изолятов Klebsiella pneumoniae к карбапенемам в 2018 г. в Беларуси был самым высоким среди европейских стран и составил 78% нечувствительных штаммов [2][3]. В ряде исследований отмечено, что устойчивые к карбапенемам штаммы K. pneumoniae чаще имеют устойчивость к полимиксинам по сравнению с чувствительными штаммами [1][4]. В отчёте Европейской сети по надзору за устойчивостью к противомикробным препаратам (EARS Net) за 2015 г. указано, что 29% устойчивых к карбапенемам K. pneumoniae имели устойчивость к колистину, среди карбапенемочувствительных штаммов устойчивость к колистину отмечена только у 3% [5].

Устойчивость к полимиксинам связана с мутациями в хромосомных генах, проявляющихся изменениями структуры липополисахарида и ослаблением электростатического взаимодействия колистина с наружной мембраной микробной клетки [6][7]. В 2016 г. описана плазмидно-опосредованная устойчивость к полимиксинам. Кодируемая плазмидным геном mcr-1 фосфоэтаноламинтрансфераза модифицирует липид А, изменяя его электрический заряд, что приводит к развитию устойчивости [8]. В настоящее время во многих регионах мира отмечается широкое распространение генов mcr среди бактерий [9].

Развитие мутационной устойчивости к антибиотикам часто приводит к снижению жизнеспособности бактерий, что проявляется увеличением продолжительности клеточного цикла, снижением вирулентности и конкурентоспособности [10]. Так, у Acinetobacter baumannii устойчивость к полимиксинам связана со значительными биологическими затратами, что снижает риск распространения устойчивых штаммов и объясняет, почему устойчивость к полимиксинам остаётся относительно редкой среди клинических изолятов этого вида [11][12]. Имеющиеся сведения о биологической стоимости устойчивости к полимиксинам у K. pneumoniae немногочисленны и противоречивы. Присутствие mcr-1-несущей плазмиды приводило к значительному сокращению конкурентоспособности K. pneumoniae в отношении изогенного безплазмидного штамма в эксперименте in vitro, а также к снижению интенсивности размножения в модели инфекции бедра у мышей с индуцированной нейтропенией [13]. Напротив, наличие плазмид, кодирующих mcr-1 и одновременно металло-бета-лактамазу NDM, не приводило к значительным изменениям кинетики микробного роста Escherichia coli и K. pneumoniae [14]. Лабораторные колистинорезистентные мутанты K. pneumoniae ST23 имели меньшую устойчивость к бактерицидному действию к нормальной человеческой сыворотке крови и меньшую вирулентность по сравнению с исходными чувствительными штаммами, а также значительно сниженную конкурентоспособность [15].

Цель исследования — оценить in vitro интенсивность формирования устойчивости к колистину у карбапенеморезистентных клинических изолятов грамотрицательных бактерий, стабильность сформированной резистентности и её биологическую стоимость.

Материалы и методы

В исследование включены 165 устойчивых к карбапенемам штаммов грамотрицательных бактерий (46 штаммов K. pneumoniae, 77 штаммов Pseudomonas aeruginosa, 42 штамма A. baumannii), выделенных в 2015–2019 гг. в Беларуси в ходе многоцентровых проектов. Отобранные для исследования микроорганизмы были выделены в диагностически значимых количествах из мокроты, крови, мочи, раневого отделяемого госпитализированных пациентов в Гомеле (79 штаммов), районных центрах Гомельской области (Житковичи, Жлобин, Калинковичи, Лельчицы, Мозырь, Петриков, Речица, Рогачев, Светлогорск, Хойники — 37 штаммов), Могилёве (33 штамма), Минске (10 штаммов), Витебске (6 штаммов). До проведения исследования все штаммы хранились при –62°С в бульоне с сердечномозговой вытяжкой с добавлением 30% глицерина.

Детекция генов карбапенемаз была выполнена методом полимеразной цепной реакции в реальном времени с использованием диагностических наборов «АмплиСенс MDR KPC/OXA-48-FL», «АмплиСенс MDR MBL-FL», «АмплиСенс MDR Ab-OXA-FL» (ФБУН «ЦНИИ Эпидемиологии» Роспотребнадзора). Идентификация и определение чувствительности к антимикробным препаратам выполнены автоматизированным методом на микробиологическом анализаторе «Vitek 2 Compact» («BioMerieux»).

Определение минимальных подавляющих концентраций (МПК) меропенема и колистина дополнительно выполнено методом серийных микроразведений в бульоне Мюллер–Хинтон («BD») в стерильных круглодонных 96-луночных планшетах в соответствии с ISO 20776-1:2006 [16].

Для определения частоты возникновения устойчивости исследуемых штаммов к колистину использовался метод [17] с модификациями. Суточные культуры исследуемых штаммов, выращенные на плотной среде (питательный агар, «HiMedia»), смывали изотоническим раствором NaCl для получения бактериальных суспензий с оптической плотностью 16 МакФарланд (контроль денситометром), что соответствует 5 × 109 микробных клеток/мл. В 90-мм полистироловые чашки Петри, содержащие 18–20 мл агара Мюллер–Хинтон с 16 мг/л колистина сульфата («Carl Roth»), вносили 100 мкл полученной суспензии. Используемая концентрация колистина в 8–256 раз превышала значения МПК колистина исследуемых штаммов. Чашки устанавливали на платформу спирального инокулятора, посев выполняли с использованием микробиологического прямого стерильного шпателя, равномерно распределяя микробную суспензию по всей поверхности питательной среды при скорости вращения платформы 120–150 об/мин. Расчётная посевная доза составила 5 × 108 микробных клеток на чашку.

Посевы инкубировали 24 ч при 35°С, чашки просматривали в отражённом и проходящем свете, при наличии роста проводили подсчёт колоний. Исследование для каждого штамма выполняли в 2 повторах. Частоту возникновения резистентности рассчитывали как соотношение количества выросших колоний к посевной дозе. Диапазон измерения частоты резистентности составлял от 2 × 10–9 (1 КОЕ на чашке) до 10–6 (500 КОЕ на чашке и более).

Из отдельных колоний, выросших на селективной среде, содержащей 16 мг/л колистина, накапливали чистые культуры. В дальнейшем выполняли их двукратное суточное субкультивирование на среде без антибиотика и криоконсервирование. Для исключения возможной контаминации во время исследований для полученных колистинорезистентных изолятов проводилась реидентификация с использованием диагностических систем «API 20E» и «API 20NE» («BioMerieux»).

Для дифференцировки мутационной устойчивости к колистину от гетерорезистентности для полученных резистентных штаммов выполняли исследование, аналогичное популяционному профилированию [18], используя модифицированную нами сокращённую методику. Из суточных культур полученных колистинорезистентных штаммов, выращенных на плотной неселективной среде, готовили суспензии в NaCl с оптической плотностью 0,5 МакФарланд. Полученные суспензии тщательно вортексировали и последовательно разбавляли в 5000 раз стерильным NaCl. Расчётная концентрация микробных клеток составила 3 × 103 на 1 мл. По 100 мкл полученной суспензии высевали с помощью шпателя и спирального инокулятора параллельно на чашку с агаром Мюллер–Хинтон и чашку с агаром Мюллер–Хинтон, содержащую 16 мг/л колистина сульфата. Расчётная посевная доза составила 300 микробных клеток на чашку. Посевы инкубировали 24 ч при 35°С, подсчитывали количество выросших колоний и сравнивали их количество на селективной и неселективной чашках. Исследование для каждого изолята выполняли в 2 повторах. При отсутствии роста на чашке с селективной средой либо при наличии на ней роста колоний в количестве менее 50% от количества колоний на неселективной чашке сформировавшуюся устойчивость рассматривали как вариант гетерорезистентности. Изоляты со сходным количеством колоний на селективной и неселективной среде либо отличающиеся по количеству не более чем на 50% считали мутантными, определяли для них МПК колистина методом микроразведений в бульоне и отбирали для дальнейшего исследования.

Для оценки биологической стоимости устойчивости к колистину проводили сравнение кинетических характеристик роста в бульонной культуре для исходных колистиночувствительных штаммов (wild type, WT) и полученных из них колистинорезистентных мутантов (mut16). Из суточных культур микроорганизмов, выращенных на питательном агаре, готовили суспензии в NaCl с оптической плотностью 0,5 МакФарланд. Полученные суспензии смешивали с бульоном Мюллер–Хинтон в соотношении 1 : 1500, расчётная стартовая концентрация микроорганизмов в среде составляла 105 микробных клеток/мл. Тестирование проводили в объёме 100 мкл в 3 повторах для каждого штамма в 96-луночных плоскодонных полистироловых планшетах с крышками («Sarstedt»). Инкубацию и учёт результатов выполняли на микропланшетном ридере «Infinite M200» («Tecan») в течение 18,5 ч при 35°С с измерением светорассеяния в лунках каждые 15 мин. Измерение светорассеяния выполняли на длине волны 600 нм (OD600). Для предупреждения возможных искажений, связанных с накоплением пузырьков газа в объёме среды, каждому циклу измерения предшествовали 30-секундное орбитальное перемешивание (амплитуда 3 мм, скорость 44 об/мин) и 30-секундное отстаивание. Данные регистрировали при помощи лицензионного программного обеспечения «Magellan 7.2» («Tecan»). Для анализа параметров бактериального роста значения OD600 пересчитывали в концентрационные единицы (КОЕ/мл) на основе предварительно построенной в диапазоне от 0 до 2 × 109 КОЕ/мл калибровочной кривой.

Рассчитывали продолжительность лаг-периода S-образной кривой (Tlag), время удвоения количества микробных клеток в экспоненциальной фазе роста (Tdoubling), площадь под S-образной кривой бактериального роста (AUC). Аппроксимацию зависимости концентрации микробных клеток от OD600 и расчёт AUC выполняли в программе «GraphPad Prism 8.3» («GraphPad Com»). Параметры Tlag и Tdoubling определяли с помощью программы «GrowthRates 4.3» (Bellingham Research Institute) в полулогарифмических координатах (lnКОЕ/мл). Качество аппроксимаций оценивали на основе значений квадрата коэффициента детерминации (R2), которое во всех случаях составляло ≥ 0,99. Для оценки значимости различий параметров бактериального роста штаммов K. pneumoniae WT и mut16 с использованием программы «GraphPad Prism 8.3» рассчитывали ранговый Т-критерий Вилкоксона и соответствующий ему уровень значимости p.

Результаты

Включённые в исследование штаммы обладали устойчивостью к большинству антимикробных препаратов и сохраняли чувствительность к колистину. Все штаммы K. pneumoniae являлись продуцентами карбапенемаз: KPC — 6 штаммов (13,0%), OXA-48 — 26 штаммов (56,5%), NDM — 14 штаммов (30,4%). Все включённые в исследование штаммы A. baumannii продуцировали карбапенемазы группы OXA: OXA-23 — 2 штамма (4,8%), OXA40 — 39 штаммов (92,9%), ко-продукция OXA-23 и OXA-40 — 1 штамм (2,4%). Продукция металлобета-лактамазы VIM выявлена у 7 из 77 штаммов P. aeruginosa (9,1%), у остальных штаммов устойчивость к карбапенемам не была связана с продукцией карбапенемаз.

МПК колистина, определённые методом микроразведений в бульоне, составили:

  • для K. pneumoniae — 0,062–1,0 мг/л (МПК50 — 1 мг/л, МПК90 — 1 мг/л);
  • для P. aeruginosa — 0,125–2,0 мг/л (МПК50 — 0,5 мг/л, МПК90 — 1 мг/л);
  • для A. baumannii — 0,25–1,0 мг/л (МПК50 — 0,5 мг/л, МПК90 — 1 мг/л).

Для всех штаммов подтверждена устойчивость к меропенему, МПК меропенема находилась в диапазоне 16–1024 мг/л.

Рост колоний на селективной среде, содержащей 16 мг/л колистина, был отмечен для 97,8% штаммов K. pneumoniae, 16,9% штаммов P. aeruginosa и 61,9% штаммов A. baumannii. Значения частоты резистентности составили для K. pneumoniae от 6 × 10–9 до 10–6 (медиана 3 × 10–7), для P. aeruginosa — 10–8–10–6 (медиана 2 × 10–7), для A. baumannii от 4 × 10–9 до 10–6 (медиана 8 × 10–8). После выполнения популяционного профилирования мутационная природа устойчивости к колистину подтверждена только для 10 (21,7%) штаммов K. pneumoniae, 2 (2,6%) штаммов P. aeruginosa, 2 (4,8%) штаммов A. baumannii, остальные случаи возникновения устойчивых субпопуляций были интерпретированы как проявление гетерорезистентности.

У большинства колистинорезистентных мутантов K. pneumoniae достигнутые значения МПК колистина значительно превышали концентрацию антибиотика в среде, на которой выполнялась селекция мутаций (табл. 1). Так, 7 из 10 мутантных штаммов имели МПК колистина ≥ 512 мг/л, что в 512 и более раз превышало МПК колистина изогенных чувствительных штаммов.

Для колистинорезистентных мутантов K. pneumoniae отмечено значимое увеличение Tlag. Показатели Tdoubling и AUC не имели значимых отличий (табл. 2; рисунок). Для 8 из 10 штаммов K. pneumoniae mut16 отмечалось сокращение Tdoubling, связанное с увеличением скорости размножения в экспоненциальной стадии роста в сравнении с изогенными WT-штаммами.

 

Кинетика роста штаммов K. pneumoniae BK-104, BK-148 и изогенных колистинорезистентных мутантов. Growth kinetics of K. pneumoniae strains BK-104, BK-148 and isogenic colistin-resistant mutants.

 

Таблица 1. Частота возникновения мутационной устойчивости к колистину у K. pneumoniae и МПК колистина изогенных чувствительных штаммов и колистинорезистентных мутантов
Table 1. Frequency of occurrence of mutational resistance to colistin in K. pneumoniae and MIC of colistin isogenic sensitive strains and colistin-resistant mutants

Штамм Strain

Частота возникновения мутационной устойчивости Mutation frequencies

МПК колистина, мг/л MIC of colistin, mg/l

WT

mut16

ВК-039

5 х 10-7

1

128

ВК-080

3 х 10-7

1

≥512

ВК-104

2 x 10-7

1

≥512

ВК-111

10-6

1

≥512

ВК-114

3 x 10-7

0,5

64

ВК-117

6 x 10-8

1

≥512

ВК-123

2 x 10-7

0,5

≥512

ВК-148

6 x 10-8

1

32

ВК-153

4 x 10-7

1

≥512

V-377

3 x 10-7

0,5

≥512

 

Таблица 2. Параметры бактериального роста колистиночувствительных штаммов K. pneumoniae и колистинорезистентных мутантов
Table 2. Parameters of bacterial growth of colistin-sensitive K. pneumoniae strains and colistin-resistant mutants

Группа штаммов Group of strains

Tlag, мин

Tlag , min

Tdoubling , мин

Tdoubling, min

AUG

WT

225,6 ± 7,037

32,24 ± 0,5462

20444±1159

mut16

245,5 ± 8,726

30,89 ± 0,7555

19361 ±676,9

p(WT-mut16)

0,037

0,065

0,770

 

Обсуждение

Широкое распространение устойчивости к карбапенемам среди грамотрицательных бактерий ведёт к увеличению потребления полимиксинов в качестве препаратов «последнего резерва». Формирование отдельных колистинорезистентных субпопуляций в присутствии антибиотика и вытеснение ими чувствительных микроорганизмов способствует увеличению устойчивости к колистину. Сдерживающим фактором распространения устойчивости может стать её биологическая стоимость, проявляющаяся снижением интенсивности размножения, вирулентности и конкурентоспособности колистинорезистентных мутантов.

Полученные экспериментальные данные согласуются с результатами исследований, анализирующих частоту гетерорезистентности и мутационной резистентности к колистину среди карбапенеморезистентных грамотрицательных бактерий. В исследовании G. Meletis и соавт. наличие гетерорезистентности к колистину отмечено для 12 (75%) из 16 колистиночувствительных штаммов K. pneumoniae — продуцентов карбапенемаз KPC и VIM-1, частота возникновения резистентности составляла от 3,2 × 10–7 до 3,5 × 10–5 [19]. В исследовании A. Cannatelli и соавт. отмечено формирование мутационной устойчивости к колистину для продуцирующих карбапенемазы KPC-3 и OXA-48 штаммов K. pneumoniae c частотой от 4,7 × 10–8 до 7,0 × 10–7 [20]. В работе D.M. Hermes и соавт. гетерорезистентность к колистину выявлена только для 1 (8,3%) из 12 включённых в исследование карбапенеморезистентных штаммов P. aeruginosa [21]. Гетерорезистентность к колистину отмечена для 9 (20,5%) из 44 колистиночувствительных изолятов A. baumannii, продуцирующих карбапенемазы группы OXA. Её частота составила от 4,4 × 10–6 до 6 × 10–4 [22].

В настоящем исследовании способность к формированию колистинорезистентных субпопуляций проявлялась главным образом среди карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae и в меньшей степени — среди A. baumannii. При этом по результатам популяционного профилирования мутационный характер устойчивости к колистину отмечен для 21,5% штаммов K. pneumoniae и только 4,8% штаммов A. baumannii. Достигнутые значения МПК колистина резистентных мутантов K. pneumoniae значительно превышали концентрацию антибиотика в среде, на которой выполнялась их селекция. Биологическая стоимость резистентности проявлялась только увеличением продолжительности лаг-периода. В целом интенсивность размножения исходных штаммов и изогенных колистинорезистентных мутантов была сопоставимой, что позволяет сделать заключение об отсутствии влияния развившейся устойчивости на конкурентоспособность.

Похожие данные получены в работе A. Cannatelli и соавт. Сформированная in vitro в присутствии 16 мкг/л колистина мутационная устойчивость у карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae была связана с инактивацией регуляторного гена mgrB. Она развивалась у штаммов из различных клональных групп (ST16, ST258, ST512). При совместном культивировании изогенных штаммов не выявлено снижения конкурентоспособности у колистинорезистентных мутантов и сделано заключение об отсутствии значимой биологической стоимости мутационной устойчивости к колистину [21].

Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о достаточно высокой частоте формирования мутационной устойчивости к колистину у выделенных в Беларуси карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae, а также об отсутствии значительных изменений кинетики микробного роста у резистентных штаммов. Это в целом согласуется с результатами подобных исследований, выполненных в других странах. Можно прогнозировать дальнейшее распространение мутационной резистентности к колистину и её сохранение в микробных популяциях K. pneumoniae даже в случае значительного сокращения потребления антибиотика.

×

Об авторах

Д. В. Тапальский

Гомельский государственный медицинский университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: tapalskiy@gsmu.by
ORCID iD: 0000-0002-9484-7848

Тапальский Дмитрий Викторович — доктор медицинских наук; доцент; зав. каф. микробиологии; вирусологии и иммунологии.

Гомель

Белоруссия

Т. А. Петровская

Гомельский государственный медицинский университет

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-6580-3603

Петровская Татьяна Александровна — ассистент каф. микробиологии; вирусологии и иммунологии.

Гомель

Белоруссия

А. Е. Козлов

Гомельский государственный медицинский университет; Институт радиобиологии, Национальная академия наук Беларуси

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-3220-250X

Козлов Александр Евгеньевич — научный сотрудник Научно-исследовательской лаборатории Гомельского государственного медицинского университета; научный сотрудник лаб. эндокринологии и биохимии Института радиобиологии НАН Беларуси.

Гомель

Белоруссия

Список литературы

  1. Li Z.; Cao Y.; Yi L.; Liu J.H.; Yang Q. Emergent polymyxin resistance: end of an era? Open Forum Infect. Dis. 2019; 6(10): ofz368. https://doi.org/10.1093/ofid/ofz368
  2. European Centre for Disease Prevention and Control. Surveillance of antimicrobial resistance in Europe 2018. Stockholm: ECDC; 2019.
  3. Central Asian and Eastern European surveillance of antimicrobial resistance. Annual report 2019. Copenhagen: WHO Regional Office for Europe; 2019.
  4. Stefaniuk E.M.; Tyski S. Colistin resistance in Enterobacterales strains – a current view. Pol. J. Microbiol. 2019; 68(4): 417–27. https://doi.org/10.33073/pjm-2019-055
  5. European Centre for Disease Prevention and Control. Antimicrobial resistance surveillance in Europe 2014. Annual Report of the European Antimicrobial Resistance Surveillance Network (EARS-Net). Stockholm: ECDC; 2015.
  6. Meletis G.; Skoura L. Polymyxin resistance mechanisms: from intrinsic resistance to Mcr genes. Recent Pat. Antiinfect. Drug Discov. 2018; 13(3): 198–206. https://doi.org/10.2174/1574891X14666181126142704
  7. Aghapour Z.; Gholizadeh P.; Ganbarov K.; Bialvaei A.Z.; Mahmood S.S.; Tanomand A.; et al. Molecular mechanisms related to colistin resistance in Enterobacteriaceae. Infect. Drug Resist. 2019; 12: 965–75. https://doi.org/10.2147/IDR.S199844
  8. Liu Y.Y.; Wang Y.; Walsh T.R.; Yi L.X.; Zhang R.; Spencer J.; et al. Emergence of plasmid-mediated colistin resistance mechanism MCR-1 in animals and human beings in China: a microbiological and molecular biological study. Lancet Infect. Dis. 2016; 16(2): 161–8. https://doi.org/10.1016/S1473-3099(15)00424-7
  9. Poirel L.; Jayol A.; Nordmann P. Polymyxins: antibacterial activity; susceptibility testing; and resistance mechanisms encoded by plasmids or chromosomes. Clin. Microbiol. Rev. 2017; 30(2): 557–96. https://doi.org/10.1128/CMR.00064-16
  10. Melnyk A.H.; Wong A.; Kassen R. The fitness costs of antibiotic resistance mutations. Evol. Appl. 2015; 8(3): 273–83. https://doi.org/10.1111/eva.12196
  11. Beceiro A.; Moreno A.; Fernandez N.; Vallejo J.A.; Aranda J.; Adler B.; et al. Biological cost of different mechanisms of colistin resistance and their impact on virulence in Acinetobacter baumannii. Antimicrob. Agents Chemother. 2014; 58(1): 518–26. https://doi.org/10.1128/AAC.01597-13
  12. Lopez-Rojas R.; McConnell M.J.; Jimenez-Mejias M.E.; Dominguez-Herrera J.; Fernandez-Cuenca F.; Pachon J. Colistin resistance in a clinical Acinetobacter baumannii strain appearing after colistin treatment: effect on virulence and bacterial fitness. Antimicrob. Agents Chemother. 2013; 57(9): 4587–9. https://doi.org/10.1128/AAC.00543-13
  13. Nang S.C.; Morris F.C.; McDonald M.J.; Han M.L.; Wang J.; Strugnell R.A.; et al. Fitness cost of mcr-1-mediated polymyxin resistance in Klebsiella pneumoniae. J. Antimicrob. Chemother. 2018; 73(6): 1604–10. https://doi.org/10.1093/jac/dky061
  14. Wang R.; Liu Y.; Zhang Q.; Jin L.; Wang Q.; Zhang Y.; et al. The prevalence of colistin resistance in Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae isolated from food animals in China: coexistence of mcr-1 and bla NDM with low fitness cost. Int. J. Antimicrob. Agents. 2018; 51(5): 739–44. https://doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2018.01.023
  15. Choi M.J.; Ko K.S. Loss of hypermucoviscosity and increased fitness cost in colistin-resistant Klebsiella pneumoniae sequence type 23 strains. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59(11): 6763–73. https://doi.org/10.1128/AAC.00952-15
  16. ISO 20776-1:2006. Clinical laboratory testing and in vitro diagnostic test systems – Susceptibility testing of infectious agents and evaluation of performance of antimicrobial susceptibility test devices – Part 1: Reference method for testing the in vitro activity of antimicrobial agents against rapidly growing aerobic bacteria involved in infectious diseases; 2006. Available at: https://www.iso.org/standard/41630.html
  17. Oliver A.; Canton R.; Campo P.; Baquero F.; Blazquez J. High frequency of hypermutable Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis lung infection. Science. 2000; 288(5469): 1251–4. https://doi.org/10.1126/science.288.5469.1251
  18. Sherman E.X.; Wozniak J.E.; Weiss D.S. Methods to evaluate colistin heteroresistance in Acinetobacter baumannii. Methods Mol. Biol. 2019; 1946: 39–50. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9118-1_4
  19. Meletis G.; Tzampaz E.; Sianou E.; Tzavaras I.; Sofianou D. Colistin heteroresistance in carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae. J. Antimicrob. Chemother. 2011; 66(4): 946–7. https://doi.org/10.1093/jac/dkr007
  20. Cannatelli A.; Santos-Lopez A.; Giani T.; Gonzalez-Zorn B.; Rossolini G.M. Polymyxin resistance caused by mgrB inactivation is not associated with significant biological cost in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59(5): 2898–900. https://doi.org/10.1128/AAC.04998-14
  21. Hermes D.M.; Pormann P.C.; Lutz L.; Teixeira A.B.; Ribeiro V.B.; Netto B.; et al. Evaluation of heteroresistance to polymyxin B among carbapenem-susceptible and resistant Pseudomonas aeruginosa. J. Med. Microbiol. 2013; 62: 1184–9. https://doi.org/10.1099/jmm.0.059220-0
  22. Ezadi F.; Jamali A.; Heidari A.; Javid N.; Ardebili A. Heteroresistance to colistin in oxacillinase-producing carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii clinical isolates from Gorgan; Northern Iran. J. Glob. Antimicrob. Resist. 2020; 21: 380–5. https://doi.org/10.1016/j.jgar.2019.11.010

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Кинетика роста штаммов K. pneumoniae BK-104, BK-148 и изогенных колистинорезистентных мутантов.

Скачать (52KB)
Метаданные

© Тапальский Д.В., Петровская Т.А., Козлов А.Е., 2021

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ПИ № ФС77-75442 от 01.04.2019 г.


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах