Formation in vitro of colistin resistance in carbapenem-resistant Gram-negative bacteria and its biological cost

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

Introduction. The spread of resistance to carbapenems among gram-negative bacteria have led to an increase in the consumption of polymyxins and the emergence of certain strains resistant to them. Polymyxin resistance is mainly associated with mutations in chromosomal genes. The development of mutational resistance to antibiotics can lead to a decrease in the viability of bacteria; which is manifested by an increase in the duration of the cell cycle; a decrease in virulence and competitive fitness.

The purpose of the study was to assess in vitro the intensity of the formation of colistin resistance in carbapenemresistant clinical isolates of gram-negative bacteria; the stability of the formed emerged resistance and its biological cost.

Materials and methods. For 46 strains of Klebsiella pneumoniae; 77 strains of Pseudomonas aeruginosa and 42 strains of Acinetobacter baumannii; real time polymerase chain reaction (PCR) was used to detect the genes of carbapenemases; the minimum inhibitory concentrations (MIC) of meropenem and colistin were determined by broth microdilution method. The selection of resistant subpopulations on Muller–Hinton agar with the addition of 16 mg/l colistin was carried out. For colistin-resistant mutants and their isogenic sensitive strains; the kinetic parameters of growth in broth culture were determined. Incubation and result recording were performed on an Infinite M200 microplate reader for 18.5 hours at 35°C with measurement of light scatter in the wells every 15 minutes.

Results. The production of carbapenemases MBL VIM in P. aeruginosa; MBL NDM; KPC and OXA-48 in K. pneumoniae; OXA-23 and OXA-40 in A. baumannii was observed. All strains were sensitive to colistin (MIC varied from 0.062 to 2 mg/l). The colony growth on a selective medium with16 mg/l colistin was observed for 97.8% of K. pneumoniae strains; 16.9% of P. aeruginosa strains; and 61.9% of A. baumannii strains. The mutational nature of colistin resistance was confirmed for 21.7% of K. pneumoniae strains. For colistin-resistant mutants of K. pneumoniae; a significant increase in the duration of the lag phase (Tlag) was observed: 225.6 ± 7.037 min in the wild-type susceptible strains and 245.5 ± 8.726 in resistant mutants; p = 0.037. The indicators of the doubling time of the number of microbial cells in the exponential growth phase (Tdoubling) and the area under the bacterial growth curve did not differ significantly.

Conclusion. A high frequency of formation of colistin resistance in vitro in carbapenemase-producing strains of K. pneumoniae was observed. The absence of significant changes in the kinetics of microbial growth in resistant strains makes it possible to predict the further spread of mutational resistance to colistin; as well as its preservation in microbial populations of K. pneumoniae even in the case of limiting the use of this antibiotic.

Full Text

Введение

Распространение множественной и экстремальной антибиотикорезистентности среди энтеробактерий и грамотрицательных неферментирующих бактерий, связанное главным образом с продукцией карбапенемаз, привело к росту потребления полимиксинов, остающихся препаратами «последнего резерва» [1]. По данным международных сетей по надзору за устойчивостью к противомикробным препаратам EARS-Net и CAESAR, уровень резистентности инвазивных изолятов Klebsiella pneumoniae к карбапенемам в 2018 г. в Беларуси был самым высоким среди европейских стран и составил 78% нечувствительных штаммов [2][3]. В ряде исследований отмечено, что устойчивые к карбапенемам штаммы K. pneumoniae чаще имеют устойчивость к полимиксинам по сравнению с чувствительными штаммами [1][4]. В отчёте Европейской сети по надзору за устойчивостью к противомикробным препаратам (EARS Net) за 2015 г. указано, что 29% устойчивых к карбапенемам K. pneumoniae имели устойчивость к колистину, среди карбапенемочувствительных штаммов устойчивость к колистину отмечена только у 3% [5].

Устойчивость к полимиксинам связана с мутациями в хромосомных генах, проявляющихся изменениями структуры липополисахарида и ослаблением электростатического взаимодействия колистина с наружной мембраной микробной клетки [6][7]. В 2016 г. описана плазмидно-опосредованная устойчивость к полимиксинам. Кодируемая плазмидным геном mcr-1 фосфоэтаноламинтрансфераза модифицирует липид А, изменяя его электрический заряд, что приводит к развитию устойчивости [8]. В настоящее время во многих регионах мира отмечается широкое распространение генов mcr среди бактерий [9].

Развитие мутационной устойчивости к антибиотикам часто приводит к снижению жизнеспособности бактерий, что проявляется увеличением продолжительности клеточного цикла, снижением вирулентности и конкурентоспособности [10]. Так, у Acinetobacter baumannii устойчивость к полимиксинам связана со значительными биологическими затратами, что снижает риск распространения устойчивых штаммов и объясняет, почему устойчивость к полимиксинам остаётся относительно редкой среди клинических изолятов этого вида [11][12]. Имеющиеся сведения о биологической стоимости устойчивости к полимиксинам у K. pneumoniae немногочисленны и противоречивы. Присутствие mcr-1-несущей плазмиды приводило к значительному сокращению конкурентоспособности K. pneumoniae в отношении изогенного безплазмидного штамма в эксперименте in vitro, а также к снижению интенсивности размножения в модели инфекции бедра у мышей с индуцированной нейтропенией [13]. Напротив, наличие плазмид, кодирующих mcr-1 и одновременно металло-бета-лактамазу NDM, не приводило к значительным изменениям кинетики микробного роста Escherichia coli и K. pneumoniae [14]. Лабораторные колистинорезистентные мутанты K. pneumoniae ST23 имели меньшую устойчивость к бактерицидному действию к нормальной человеческой сыворотке крови и меньшую вирулентность по сравнению с исходными чувствительными штаммами, а также значительно сниженную конкурентоспособность [15].

Цель исследования — оценить in vitro интенсивность формирования устойчивости к колистину у карбапенеморезистентных клинических изолятов грамотрицательных бактерий, стабильность сформированной резистентности и её биологическую стоимость.

Материалы и методы

В исследование включены 165 устойчивых к карбапенемам штаммов грамотрицательных бактерий (46 штаммов K. pneumoniae, 77 штаммов Pseudomonas aeruginosa, 42 штамма A. baumannii), выделенных в 2015–2019 гг. в Беларуси в ходе многоцентровых проектов. Отобранные для исследования микроорганизмы были выделены в диагностически значимых количествах из мокроты, крови, мочи, раневого отделяемого госпитализированных пациентов в Гомеле (79 штаммов), районных центрах Гомельской области (Житковичи, Жлобин, Калинковичи, Лельчицы, Мозырь, Петриков, Речица, Рогачев, Светлогорск, Хойники — 37 штаммов), Могилёве (33 штамма), Минске (10 штаммов), Витебске (6 штаммов). До проведения исследования все штаммы хранились при –62°С в бульоне с сердечномозговой вытяжкой с добавлением 30% глицерина.

Детекция генов карбапенемаз была выполнена методом полимеразной цепной реакции в реальном времени с использованием диагностических наборов «АмплиСенс MDR KPC/OXA-48-FL», «АмплиСенс MDR MBL-FL», «АмплиСенс MDR Ab-OXA-FL» (ФБУН «ЦНИИ Эпидемиологии» Роспотребнадзора). Идентификация и определение чувствительности к антимикробным препаратам выполнены автоматизированным методом на микробиологическом анализаторе «Vitek 2 Compact» («BioMerieux»).

Определение минимальных подавляющих концентраций (МПК) меропенема и колистина дополнительно выполнено методом серийных микроразведений в бульоне Мюллер–Хинтон («BD») в стерильных круглодонных 96-луночных планшетах в соответствии с ISO 20776-1:2006 [16].

Для определения частоты возникновения устойчивости исследуемых штаммов к колистину использовался метод [17] с модификациями. Суточные культуры исследуемых штаммов, выращенные на плотной среде (питательный агар, «HiMedia»), смывали изотоническим раствором NaCl для получения бактериальных суспензий с оптической плотностью 16 МакФарланд (контроль денситометром), что соответствует 5 × 109 микробных клеток/мл. В 90-мм полистироловые чашки Петри, содержащие 18–20 мл агара Мюллер–Хинтон с 16 мг/л колистина сульфата («Carl Roth»), вносили 100 мкл полученной суспензии. Используемая концентрация колистина в 8–256 раз превышала значения МПК колистина исследуемых штаммов. Чашки устанавливали на платформу спирального инокулятора, посев выполняли с использованием микробиологического прямого стерильного шпателя, равномерно распределяя микробную суспензию по всей поверхности питательной среды при скорости вращения платформы 120–150 об/мин. Расчётная посевная доза составила 5 × 108 микробных клеток на чашку.

Посевы инкубировали 24 ч при 35°С, чашки просматривали в отражённом и проходящем свете, при наличии роста проводили подсчёт колоний. Исследование для каждого штамма выполняли в 2 повторах. Частоту возникновения резистентности рассчитывали как соотношение количества выросших колоний к посевной дозе. Диапазон измерения частоты резистентности составлял от 2 × 10–9 (1 КОЕ на чашке) до 10–6 (500 КОЕ на чашке и более).

Из отдельных колоний, выросших на селективной среде, содержащей 16 мг/л колистина, накапливали чистые культуры. В дальнейшем выполняли их двукратное суточное субкультивирование на среде без антибиотика и криоконсервирование. Для исключения возможной контаминации во время исследований для полученных колистинорезистентных изолятов проводилась реидентификация с использованием диагностических систем «API 20E» и «API 20NE» («BioMerieux»).

Для дифференцировки мутационной устойчивости к колистину от гетерорезистентности для полученных резистентных штаммов выполняли исследование, аналогичное популяционному профилированию [18], используя модифицированную нами сокращённую методику. Из суточных культур полученных колистинорезистентных штаммов, выращенных на плотной неселективной среде, готовили суспензии в NaCl с оптической плотностью 0,5 МакФарланд. Полученные суспензии тщательно вортексировали и последовательно разбавляли в 5000 раз стерильным NaCl. Расчётная концентрация микробных клеток составила 3 × 103 на 1 мл. По 100 мкл полученной суспензии высевали с помощью шпателя и спирального инокулятора параллельно на чашку с агаром Мюллер–Хинтон и чашку с агаром Мюллер–Хинтон, содержащую 16 мг/л колистина сульфата. Расчётная посевная доза составила 300 микробных клеток на чашку. Посевы инкубировали 24 ч при 35°С, подсчитывали количество выросших колоний и сравнивали их количество на селективной и неселективной чашках. Исследование для каждого изолята выполняли в 2 повторах. При отсутствии роста на чашке с селективной средой либо при наличии на ней роста колоний в количестве менее 50% от количества колоний на неселективной чашке сформировавшуюся устойчивость рассматривали как вариант гетерорезистентности. Изоляты со сходным количеством колоний на селективной и неселективной среде либо отличающиеся по количеству не более чем на 50% считали мутантными, определяли для них МПК колистина методом микроразведений в бульоне и отбирали для дальнейшего исследования.

Для оценки биологической стоимости устойчивости к колистину проводили сравнение кинетических характеристик роста в бульонной культуре для исходных колистиночувствительных штаммов (wild type, WT) и полученных из них колистинорезистентных мутантов (mut16). Из суточных культур микроорганизмов, выращенных на питательном агаре, готовили суспензии в NaCl с оптической плотностью 0,5 МакФарланд. Полученные суспензии смешивали с бульоном Мюллер–Хинтон в соотношении 1 : 1500, расчётная стартовая концентрация микроорганизмов в среде составляла 105 микробных клеток/мл. Тестирование проводили в объёме 100 мкл в 3 повторах для каждого штамма в 96-луночных плоскодонных полистироловых планшетах с крышками («Sarstedt»). Инкубацию и учёт результатов выполняли на микропланшетном ридере «Infinite M200» («Tecan») в течение 18,5 ч при 35°С с измерением светорассеяния в лунках каждые 15 мин. Измерение светорассеяния выполняли на длине волны 600 нм (OD600). Для предупреждения возможных искажений, связанных с накоплением пузырьков газа в объёме среды, каждому циклу измерения предшествовали 30-секундное орбитальное перемешивание (амплитуда 3 мм, скорость 44 об/мин) и 30-секундное отстаивание. Данные регистрировали при помощи лицензионного программного обеспечения «Magellan 7.2» («Tecan»). Для анализа параметров бактериального роста значения OD600 пересчитывали в концентрационные единицы (КОЕ/мл) на основе предварительно построенной в диапазоне от 0 до 2 × 109 КОЕ/мл калибровочной кривой.

Рассчитывали продолжительность лаг-периода S-образной кривой (Tlag), время удвоения количества микробных клеток в экспоненциальной фазе роста (Tdoubling), площадь под S-образной кривой бактериального роста (AUC). Аппроксимацию зависимости концентрации микробных клеток от OD600 и расчёт AUC выполняли в программе «GraphPad Prism 8.3» («GraphPad Com»). Параметры Tlag и Tdoubling определяли с помощью программы «GrowthRates 4.3» (Bellingham Research Institute) в полулогарифмических координатах (lnКОЕ/мл). Качество аппроксимаций оценивали на основе значений квадрата коэффициента детерминации (R2), которое во всех случаях составляло ≥ 0,99. Для оценки значимости различий параметров бактериального роста штаммов K. pneumoniae WT и mut16 с использованием программы «GraphPad Prism 8.3» рассчитывали ранговый Т-критерий Вилкоксона и соответствующий ему уровень значимости p.

Результаты

Включённые в исследование штаммы обладали устойчивостью к большинству антимикробных препаратов и сохраняли чувствительность к колистину. Все штаммы K. pneumoniae являлись продуцентами карбапенемаз: KPC — 6 штаммов (13,0%), OXA-48 — 26 штаммов (56,5%), NDM — 14 штаммов (30,4%). Все включённые в исследование штаммы A. baumannii продуцировали карбапенемазы группы OXA: OXA-23 — 2 штамма (4,8%), OXA40 — 39 штаммов (92,9%), ко-продукция OXA-23 и OXA-40 — 1 штамм (2,4%). Продукция металлобета-лактамазы VIM выявлена у 7 из 77 штаммов P. aeruginosa (9,1%), у остальных штаммов устойчивость к карбапенемам не была связана с продукцией карбапенемаз.

МПК колистина, определённые методом микроразведений в бульоне, составили:

  • для K. pneumoniae — 0,062–1,0 мг/л (МПК50 — 1 мг/л, МПК90 — 1 мг/л);
  • для P. aeruginosa — 0,125–2,0 мг/л (МПК50 — 0,5 мг/л, МПК90 — 1 мг/л);
  • для A. baumannii — 0,25–1,0 мг/л (МПК50 — 0,5 мг/л, МПК90 — 1 мг/л).

Для всех штаммов подтверждена устойчивость к меропенему, МПК меропенема находилась в диапазоне 16–1024 мг/л.

Рост колоний на селективной среде, содержащей 16 мг/л колистина, был отмечен для 97,8% штаммов K. pneumoniae, 16,9% штаммов P. aeruginosa и 61,9% штаммов A. baumannii. Значения частоты резистентности составили для K. pneumoniae от 6 × 10–9 до 10–6 (медиана 3 × 10–7), для P. aeruginosa — 10–8–10–6 (медиана 2 × 10–7), для A. baumannii от 4 × 10–9 до 10–6 (медиана 8 × 10–8). После выполнения популяционного профилирования мутационная природа устойчивости к колистину подтверждена только для 10 (21,7%) штаммов K. pneumoniae, 2 (2,6%) штаммов P. aeruginosa, 2 (4,8%) штаммов A. baumannii, остальные случаи возникновения устойчивых субпопуляций были интерпретированы как проявление гетерорезистентности.

У большинства колистинорезистентных мутантов K. pneumoniae достигнутые значения МПК колистина значительно превышали концентрацию антибиотика в среде, на которой выполнялась селекция мутаций (табл. 1). Так, 7 из 10 мутантных штаммов имели МПК колистина ≥ 512 мг/л, что в 512 и более раз превышало МПК колистина изогенных чувствительных штаммов.

Для колистинорезистентных мутантов K. pneumoniae отмечено значимое увеличение Tlag. Показатели Tdoubling и AUC не имели значимых отличий (табл. 2; рисунок). Для 8 из 10 штаммов K. pneumoniae mut16 отмечалось сокращение Tdoubling, связанное с увеличением скорости размножения в экспоненциальной стадии роста в сравнении с изогенными WT-штаммами.

 

Кинетика роста штаммов K. pneumoniae BK-104, BK-148 и изогенных колистинорезистентных мутантов. Growth kinetics of K. pneumoniae strains BK-104, BK-148 and isogenic colistin-resistant mutants.

 

Таблица 1. Частота возникновения мутационной устойчивости к колистину у K. pneumoniae и МПК колистина изогенных чувствительных штаммов и колистинорезистентных мутантов
Table 1. Frequency of occurrence of mutational resistance to colistin in K. pneumoniae and MIC of colistin isogenic sensitive strains and colistin-resistant mutants

Штамм Strain

Частота возникновения мутационной устойчивости Mutation frequencies

МПК колистина, мг/л MIC of colistin, mg/l

WT

mut16

ВК-039

5 х 10-7

1

128

ВК-080

3 х 10-7

1

≥512

ВК-104

2 x 10-7

1

≥512

ВК-111

10-6

1

≥512

ВК-114

3 x 10-7

0,5

64

ВК-117

6 x 10-8

1

≥512

ВК-123

2 x 10-7

0,5

≥512

ВК-148

6 x 10-8

1

32

ВК-153

4 x 10-7

1

≥512

V-377

3 x 10-7

0,5

≥512

 

Таблица 2. Параметры бактериального роста колистиночувствительных штаммов K. pneumoniae и колистинорезистентных мутантов
Table 2. Parameters of bacterial growth of colistin-sensitive K. pneumoniae strains and colistin-resistant mutants

Группа штаммов Group of strains

Tlag, мин

Tlag , min

Tdoubling , мин

Tdoubling, min

AUG

WT

225,6 ± 7,037

32,24 ± 0,5462

20444±1159

mut16

245,5 ± 8,726

30,89 ± 0,7555

19361 ±676,9

p(WT-mut16)

0,037

0,065

0,770

 

Обсуждение

Широкое распространение устойчивости к карбапенемам среди грамотрицательных бактерий ведёт к увеличению потребления полимиксинов в качестве препаратов «последнего резерва». Формирование отдельных колистинорезистентных субпопуляций в присутствии антибиотика и вытеснение ими чувствительных микроорганизмов способствует увеличению устойчивости к колистину. Сдерживающим фактором распространения устойчивости может стать её биологическая стоимость, проявляющаяся снижением интенсивности размножения, вирулентности и конкурентоспособности колистинорезистентных мутантов.

Полученные экспериментальные данные согласуются с результатами исследований, анализирующих частоту гетерорезистентности и мутационной резистентности к колистину среди карбапенеморезистентных грамотрицательных бактерий. В исследовании G. Meletis и соавт. наличие гетерорезистентности к колистину отмечено для 12 (75%) из 16 колистиночувствительных штаммов K. pneumoniae — продуцентов карбапенемаз KPC и VIM-1, частота возникновения резистентности составляла от 3,2 × 10–7 до 3,5 × 10–5 [19]. В исследовании A. Cannatelli и соавт. отмечено формирование мутационной устойчивости к колистину для продуцирующих карбапенемазы KPC-3 и OXA-48 штаммов K. pneumoniae c частотой от 4,7 × 10–8 до 7,0 × 10–7 [20]. В работе D.M. Hermes и соавт. гетерорезистентность к колистину выявлена только для 1 (8,3%) из 12 включённых в исследование карбапенеморезистентных штаммов P. aeruginosa [21]. Гетерорезистентность к колистину отмечена для 9 (20,5%) из 44 колистиночувствительных изолятов A. baumannii, продуцирующих карбапенемазы группы OXA. Её частота составила от 4,4 × 10–6 до 6 × 10–4 [22].

В настоящем исследовании способность к формированию колистинорезистентных субпопуляций проявлялась главным образом среди карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae и в меньшей степени — среди A. baumannii. При этом по результатам популяционного профилирования мутационный характер устойчивости к колистину отмечен для 21,5% штаммов K. pneumoniae и только 4,8% штаммов A. baumannii. Достигнутые значения МПК колистина резистентных мутантов K. pneumoniae значительно превышали концентрацию антибиотика в среде, на которой выполнялась их селекция. Биологическая стоимость резистентности проявлялась только увеличением продолжительности лаг-периода. В целом интенсивность размножения исходных штаммов и изогенных колистинорезистентных мутантов была сопоставимой, что позволяет сделать заключение об отсутствии влияния развившейся устойчивости на конкурентоспособность.

Похожие данные получены в работе A. Cannatelli и соавт. Сформированная in vitro в присутствии 16 мкг/л колистина мутационная устойчивость у карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae была связана с инактивацией регуляторного гена mgrB. Она развивалась у штаммов из различных клональных групп (ST16, ST258, ST512). При совместном культивировании изогенных штаммов не выявлено снижения конкурентоспособности у колистинорезистентных мутантов и сделано заключение об отсутствии значимой биологической стоимости мутационной устойчивости к колистину [21].

Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о достаточно высокой частоте формирования мутационной устойчивости к колистину у выделенных в Беларуси карбапенемазопродуцирующих штаммов K. pneumoniae, а также об отсутствии значительных изменений кинетики микробного роста у резистентных штаммов. Это в целом согласуется с результатами подобных исследований, выполненных в других странах. Можно прогнозировать дальнейшее распространение мутационной резистентности к колистину и её сохранение в микробных популяциях K. pneumoniae даже в случае значительного сокращения потребления антибиотика.

×

About the authors

D. V. Tapalski

Gomel State Medical University

Author for correspondence.
Email: tapalskiy@gsmu.by
ORCID iD: 0000-0002-9484-7848

Dmitry V. Tapalski — D. Sci. (Med.); Head; Department of microbiology; virology and immunology.

Gomel

Belarus

T. A. Petrovskaya

Gomel State Medical University

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0001-6580-3603

Tatiana A. Petrovskaya — assistant; Department of microbiology; virology and immunology.

Gomel

Belarus

A. E. Kozlov

Gomel State Medical University; Institute of Radiobiology, National Academy of Sciences of Belarus

Email: fake@neicon.ru
ORCID iD: 0000-0002-3220-250X

Aleksandr E. Kozlov — researcher; Research Laboratory; Gomel State Medical University; researcher; Laboratory of biochemistry and endocrinology; Institute of Radiobiology NAS of Belarus.

Gomel

Belarus

References

  1. Li Z.; Cao Y.; Yi L.; Liu J.H.; Yang Q. Emergent polymyxin resistance: end of an era? Open Forum Infect. Dis. 2019; 6(10): ofz368. https://doi.org/10.1093/ofid/ofz368
  2. European Centre for Disease Prevention and Control. Surveillance of antimicrobial resistance in Europe 2018. Stockholm: ECDC; 2019.
  3. Central Asian and Eastern European surveillance of antimicrobial resistance. Annual report 2019. Copenhagen: WHO Regional Office for Europe; 2019.
  4. Stefaniuk E.M.; Tyski S. Colistin resistance in Enterobacterales strains – a current view. Pol. J. Microbiol. 2019; 68(4): 417–27. https://doi.org/10.33073/pjm-2019-055
  5. European Centre for Disease Prevention and Control. Antimicrobial resistance surveillance in Europe 2014. Annual Report of the European Antimicrobial Resistance Surveillance Network (EARS-Net). Stockholm: ECDC; 2015.
  6. Meletis G.; Skoura L. Polymyxin resistance mechanisms: from intrinsic resistance to Mcr genes. Recent Pat. Antiinfect. Drug Discov. 2018; 13(3): 198–206. https://doi.org/10.2174/1574891X14666181126142704
  7. Aghapour Z.; Gholizadeh P.; Ganbarov K.; Bialvaei A.Z.; Mahmood S.S.; Tanomand A.; et al. Molecular mechanisms related to colistin resistance in Enterobacteriaceae. Infect. Drug Resist. 2019; 12: 965–75. https://doi.org/10.2147/IDR.S199844
  8. Liu Y.Y.; Wang Y.; Walsh T.R.; Yi L.X.; Zhang R.; Spencer J.; et al. Emergence of plasmid-mediated colistin resistance mechanism MCR-1 in animals and human beings in China: a microbiological and molecular biological study. Lancet Infect. Dis. 2016; 16(2): 161–8. https://doi.org/10.1016/S1473-3099(15)00424-7
  9. Poirel L.; Jayol A.; Nordmann P. Polymyxins: antibacterial activity; susceptibility testing; and resistance mechanisms encoded by plasmids or chromosomes. Clin. Microbiol. Rev. 2017; 30(2): 557–96. https://doi.org/10.1128/CMR.00064-16
  10. Melnyk A.H.; Wong A.; Kassen R. The fitness costs of antibiotic resistance mutations. Evol. Appl. 2015; 8(3): 273–83. https://doi.org/10.1111/eva.12196
  11. Beceiro A.; Moreno A.; Fernandez N.; Vallejo J.A.; Aranda J.; Adler B.; et al. Biological cost of different mechanisms of colistin resistance and their impact on virulence in Acinetobacter baumannii. Antimicrob. Agents Chemother. 2014; 58(1): 518–26. https://doi.org/10.1128/AAC.01597-13
  12. Lopez-Rojas R.; McConnell M.J.; Jimenez-Mejias M.E.; Dominguez-Herrera J.; Fernandez-Cuenca F.; Pachon J. Colistin resistance in a clinical Acinetobacter baumannii strain appearing after colistin treatment: effect on virulence and bacterial fitness. Antimicrob. Agents Chemother. 2013; 57(9): 4587–9. https://doi.org/10.1128/AAC.00543-13
  13. Nang S.C.; Morris F.C.; McDonald M.J.; Han M.L.; Wang J.; Strugnell R.A.; et al. Fitness cost of mcr-1-mediated polymyxin resistance in Klebsiella pneumoniae. J. Antimicrob. Chemother. 2018; 73(6): 1604–10. https://doi.org/10.1093/jac/dky061
  14. Wang R.; Liu Y.; Zhang Q.; Jin L.; Wang Q.; Zhang Y.; et al. The prevalence of colistin resistance in Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae isolated from food animals in China: coexistence of mcr-1 and bla NDM with low fitness cost. Int. J. Antimicrob. Agents. 2018; 51(5): 739–44. https://doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2018.01.023
  15. Choi M.J.; Ko K.S. Loss of hypermucoviscosity and increased fitness cost in colistin-resistant Klebsiella pneumoniae sequence type 23 strains. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59(11): 6763–73. https://doi.org/10.1128/AAC.00952-15
  16. ISO 20776-1:2006. Clinical laboratory testing and in vitro diagnostic test systems – Susceptibility testing of infectious agents and evaluation of performance of antimicrobial susceptibility test devices – Part 1: Reference method for testing the in vitro activity of antimicrobial agents against rapidly growing aerobic bacteria involved in infectious diseases; 2006. Available at: https://www.iso.org/standard/41630.html
  17. Oliver A.; Canton R.; Campo P.; Baquero F.; Blazquez J. High frequency of hypermutable Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis lung infection. Science. 2000; 288(5469): 1251–4. https://doi.org/10.1126/science.288.5469.1251
  18. Sherman E.X.; Wozniak J.E.; Weiss D.S. Methods to evaluate colistin heteroresistance in Acinetobacter baumannii. Methods Mol. Biol. 2019; 1946: 39–50. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9118-1_4
  19. Meletis G.; Tzampaz E.; Sianou E.; Tzavaras I.; Sofianou D. Colistin heteroresistance in carbapenemase-producing Klebsiella pneumoniae. J. Antimicrob. Chemother. 2011; 66(4): 946–7. https://doi.org/10.1093/jac/dkr007
  20. Cannatelli A.; Santos-Lopez A.; Giani T.; Gonzalez-Zorn B.; Rossolini G.M. Polymyxin resistance caused by mgrB inactivation is not associated with significant biological cost in Klebsiella pneumoniae. Antimicrob. Agents Chemother. 2015; 59(5): 2898–900. https://doi.org/10.1128/AAC.04998-14
  21. Hermes D.M.; Pormann P.C.; Lutz L.; Teixeira A.B.; Ribeiro V.B.; Netto B.; et al. Evaluation of heteroresistance to polymyxin B among carbapenem-susceptible and resistant Pseudomonas aeruginosa. J. Med. Microbiol. 2013; 62: 1184–9. https://doi.org/10.1099/jmm.0.059220-0
  22. Ezadi F.; Jamali A.; Heidari A.; Javid N.; Ardebili A. Heteroresistance to colistin in oxacillinase-producing carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii clinical isolates from Gorgan; Northern Iran. J. Glob. Antimicrob. Resist. 2020; 21: 380–5. https://doi.org/10.1016/j.jgar.2019.11.010

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Growth kinetics of K. pneumoniae strains BK-104, BK-148 and isogenic colistin-resistant mutants.

Download (52KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2021 Tapalski D.V., Petrovskaya T.A., Kozlov A.E.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: ПИ № ФС77-75442 от 01.04.2019 г.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies