Journal of microbiology, epidemiology and immunobiologyJournal of microbiology, epidemiology and immunobiology0372-93112686-7613Central Research Institute for Epidemiology121610.36233/0372-9311-238UnknownThe utility of real-time PCR as a test for confirmation of the absence of residual neurovirulence of strains for live antiviral vaccinesShamsutdinovaO. A.<p>Olga A. Shamsutdinova — researcher, Laboratory of immunology<br />and cell biology</p><p>Sochi</p>shamsutdinova-o-a@yandex.ruhttps://orcid.org/0000-0002-2742-3965Karal-oglyD. D.<p>Dgina D. Karal-ogly — Cand. Sci. (Biol.), Depute Director</p><p>Sochi</p>fake@neicon.ruhttps://orcid.org/0000-0003-3606-1668Lavrent’evaI. N.<p>Irina N. Lavrent'eva — D. Sci. (Med.), Head, Laboratory of experimental virology</p><p>Saint Petersburg</p>fake@neicon.ruhttps://orcid.org/0000-0002-2188-6547Research Institute of medical PrimatologySaint-Petersburg Pasteur Institute150520229921851921205202212052022Copyright © 2022, Shamsutdinova O.A., Karal-ogly D.D., Lavrent’eva I.N.2022<p><strong>Introduction.</strong> Taking into account the particular importance of the assurance of the safety of antiviral vaccines containing, albeit attenuated, but live viruses, that can possibly retain the residual neurovirulence, it is important to develop additional tests to confirm the stability of attenuation using modern methods of laboratory diagnostics.</p>
<p><strong>The aim</strong> of the study was to assess the possibility of using the RT-PCR method as an additional test for monitoring the residual neurovirulence of attenuated rubella virus vaccine strains.</p>
<p><strong>Materials and methods</strong>. We used live attenuated vaccine strains of rubella virus "Orlov-V" and RA27/3. The study was carried out on 11 clinically healthy monkeys of the species Macaca mulatta weighing 35 kg, born and kept in the nursery of the Research Institute of Medical Primatology. The clinical material studied was tissue samples from various parts of the central nervous system (CNS), regional lymph nodes, parenchymal organs, plasma and cerebrospinal fluid of experimental animals. Control of extraneural dissemination of vaccine strains was carried out using virological (cytopathic action) and molecular biological methods (RT-PCR).</p>
<p><strong>Results</strong>. The absence of an infectious virus in the CNS, peripheral organs and blood plasma of monkeys infected with vaccine strains was demonstrated, which indicates a high level of attenuation of rubella virus strains "Orlov-B" and RA27/3. The analytical sensitivity of the RT-PCR method was found to exceed the analytical sensitivity of the cytopathic reaction by 1.73.3 lg when determining the content of rubella virus in the tissues of the CNS and peripheral organs of inoculated animals.</p>
<p><strong>Conclusion</strong>. Comparative analysis of experimental data showed that the detection of rubella virus by real-time PCR has a number of advantages due its specificity, sensitivity and a shorter turnaround time. In this connection, the RT-PCR method can be used as an additional test in the preclinical assessment of specific safety, namely, extraneural dissemination of attenuated vaccine strains, which is essential for quality and safety control of live rubella vaccines.</p>attenuationrubella virusvaccine strainscytopathic actionPCR-RTаттенуациявирус краснухивакцинные штаммыцитопатическое действиеполимеразная цепная реакция в режиме реального времени[1. Максимова О.А., Попов В.Ф., Бектемиров Т.А., Григорьева Л.В., Юнасова Т.Н., Каплунова О.П. и др. Сравнительная оценка нейровирулентности отечественной и зарубежных живых паротитных вакцин. Вопросы вирусологии. 2001; 46(5): 31–5.][2. Шамсутдинова О.А., Булгин Д.В., Карал-оглы Д.Д., Лаврентьева И.Н. Изучение морфологических изменений в ЦНС и внутренних органах обезьян Macaca mulatta при интрацеребральном введении низкоаттенуированного штамма вируса краснухи. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2021; 171(5): 651–5. https://doi.org/10.47056/0365-9615-2021-171-5-651-655][3. Ziyaeifar F., Soleimani S. Characterizing the BHK-21 C5 cell line and determining cellular sensitivity to rubella virus compared with the routine cell(RK13). Arch. Razi. Inst. 2021; 76(3): 461–9. https://doi.org/10.22092/ari.2020.342274.1458][4. Забияка Ю.И., Файзулоев Е.Б., Борисова Т.К., Никонова А.А., Зверев В.В. Экспресс-метод оценки титра вируса краснухи в вируссодержащей жидкости с помощью ПЦРРВ. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2010; (5): 57–62.][5. Бинятова А.С., Мыца Е.Д., Чертова Н.В., Волкова Р.А., Саркисян К.А., Ильясова Т.Н. и др. Использование наборов реагентов для ОТ-ПЦР в реальном времени для оценки подлинности вакцин против кори, паротита и краснухи. БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2018; 18(4): 249–56. https://doi.org/10.30895/2221-996X-2018-18-4-249-256][6. Mantel N., Aguirre M., Gulia S., Girerd-Chambaz Y., Colombani S., Moste C., et al. Standardized quantitative RTPCR assays for quantitation of yellow fever and chimeric yellow fever-dengue vaccines. J. Virol. Methods. 2008; 151(1): 40–6. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2008.03.026][7. Лаврентьева И.Н., Сухобаевская Л.П., Жебрун А.Б. Штамм вируса краснухи для получения медицинских иммунобиологических препаратов (МИБП). Патент РФ № 2081912; 1995.][8. Общая фармакопейная статья ОФС.1.7.2.0010.15. Оценка специфической безопасности производственных штаммов и посевных вирусов кори, паротита и краснухи. М.; 2018.][9. Домонова Э.А., Шипулина О.Ю., Куевда Д.А., Ларичев В.Ф., Сафонова А.П., Бурчик М.А. и др. Выявление РНК вируса краснухи в клиническом материале методом полимеразной цепной реакции в режиме реального времени. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2012; (1): 60–7.][10. Юнасова Т.Н., Бинятова А.С., Фадейкина О.В., Саркисян К.А., Мовсесянц А.А., Игнатьев Г.М. и др. Анализ качества отечественной вакцины для профилактики краснухи. Вопросы вирусологии. 2018; 63(2): 90–6. https://doi.org/10.18821/0507-4088-2018-63-2-90-96][11. Sakata M., Katoh H., Otsuki N., Okamoto K., Nakatsu Y., Lim C.K., et al. Heat shock protein 90 ensures the integrity of rubella virus p150 protein and supports viral replication. J. Virol. 2019; 93(22): e01142–19. https://doi.org/10.1128/JVI.01142-19][12. Best J.M. Rubella. Semin. Fetal. Neonatal. Med. 2007; 12(3): 182–92. https://doi.org/10.1016/j.siny.2007.01.017][13. Cooray S., Warrener L., Jin L. Improved RT-PCR for diagnosis and epidemiological surveillance of rubella. J. Clin. Virol. 2006; 35(1): 73–80. https://doi.org/10.1016/j.jcv.2004.12.020][14. Mace M., Cointe D., Six C., Levy-Bruhl D., du Chatelet I.P., Ingrand D., et al. Diagnostic value of reverse transcription-PCR of amniotic fluid for prenatal diagnosis of congenital rubella infection in pregnant women with confirmed primary rubella infection. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(10): 4818–20. https://doi.org/10.1128/JCM.42.10.4818-4820.2004][15. Ребриков Д.В., Саматов Г.А., Трофимов Д.Ю. ПЦР в реальном времени. М.: БИНОМ, Лаборатория знаний; 2009.][16. Osterholm M.T., Kelley N.S., Sommer A., Belongia E.A. Efficacy and effectiveness of influenza vaccines: a systematic review and meta-analysis. Lancet Infect. Dis. 2012; 12(1): 36– 44. https://doi.org/10.1016/S1473-3099(11)70295-X][17. Greenwood K.P., Hafiz R., Ware R.S., Lambert S.B. A systematic review of human-to-human transmission of measles vaccine virus. Vaccine. 2016; 34(23): 2531–6. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2016.03.092][18. Лаврентьева И.Н., Шамсутдинова О.А., Чугуева И.И., Карал-оглы Д.Д., Вышемирский О.И. Изучение тератогенности вакцинного штамма вируса краснухи «Орлов-В» (Matonaviridae:Rubivirus: Rubellavirus) в опыте на обезьянах макак-резус. Вопросы вирусологии. 2020; 65(6): 357–63. https://doi.org/10.36233/0507-4088-2020-65-6-6]